บทความนี้เป็นส่วนหนึ่งของหัวข้อวิจัย “การใช้ยาต้านจุลชีพ ความต้านทานยาต้านจุลชีพ และจุลินทรีย์ในลำไส้ของสัตว์ที่ใช้เป็นอาหาร” ดูบทความทั้งหมด 13 บทความ
กรดอินทรีย์ยังคงเป็นที่ต้องการอย่างมากในฐานะสารเติมแต่งในอาหารสัตว์ จนถึงปัจจุบัน ความสนใจหลักอยู่ที่ความปลอดภัยของอาหาร โดยเฉพาะอย่างยิ่งการลดการเกิดเชื้อโรคที่ปนเปื้อนในอาหารในสัตว์ปีกและสัตว์อื่นๆ กรดอินทรีย์หลายชนิดกำลังอยู่ระหว่างการศึกษาหรือมีการใช้งานเชิงพาณิชย์แล้ว ในบรรดากรดอินทรีย์หลายชนิดที่ได้รับการศึกษาอย่างกว้างขวาง กรดฟอร์มิกเป็นหนึ่งในนั้น กรดฟอร์มิกถูกเติมลงในอาหารสัตว์ปีกเพื่อจำกัดการแพร่กระจายของเชื้อซัลโมเนลลาและเชื้อโรคอื่นๆ ที่ปนเปื้อนในอาหารทั้งในอาหารและในระบบทางเดินอาหารหลังการกิน เมื่อความเข้าใจเกี่ยวกับประสิทธิภาพและผลกระทบของกรดฟอร์มิกต่อสัตว์และเชื้อโรคที่ปนเปื้อนในอาหารเพิ่มมากขึ้น ก็เริ่มชัดเจนว่าการมีอยู่ของกรดฟอร์มิกสามารถกระตุ้นกลไกเฉพาะในเชื้อซัลโมเนลลาได้ การตอบสนองนี้อาจซับซ้อนมากขึ้นเมื่อกรดฟอร์มิกเข้าสู่ระบบทางเดินอาหารและมีปฏิสัมพันธ์ไม่เพียงแต่กับเชื้อซัลโมเนลลาที่อาศัยอยู่ในระบบทางเดินอาหารอยู่แล้วเท่านั้น แต่ยังรวมถึงจุลินทรีย์ในลำไส้เองด้วย การทบทวนนี้จะตรวจสอบผลลัพธ์ในปัจจุบันและแนวโน้มของการวิจัยเพิ่มเติมเกี่ยวกับจุลินทรีย์ในลำไส้ของสัตว์ปีกและอาหารสัตว์ที่ผ่านการบำบัดด้วยกรดฟอร์มิก
ในการผลิตปศุสัตว์และสัตว์ปีก ความท้าทายคือการพัฒนากลยุทธ์การจัดการที่เพิ่มประสิทธิภาพการเจริญเติบโตและผลผลิต ในขณะเดียวกันก็จำกัดความเสี่ยงด้านความปลอดภัยของอาหาร ในอดีต การให้ยาปฏิชีวนะในความเข้มข้นต่ำกว่าระดับการรักษาได้ช่วยปรับปรุงสุขภาพ สวัสดิภาพ และผลผลิตของสัตว์ (1–3) จากมุมมองของกลไกการออกฤทธิ์ มีการเสนอว่ายาปฏิชีวนะที่ให้ในความเข้มข้นต่ำกว่าระดับยับยั้งจะกระตุ้นการตอบสนองของโฮสต์โดยการปรับเปลี่ยนจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหาร (GI) และในทางกลับกัน ปฏิสัมพันธ์ของจุลินทรีย์เหล่านั้นกับโฮสต์ (3) อย่างไรก็ตาม ความกังวลอย่างต่อเนื่องเกี่ยวกับการแพร่กระจายของเชื้อก่อโรคในอาหารที่ดื้อต่อยาปฏิชีวนะ และความเกี่ยวข้องที่อาจเกิดขึ้นกับการติดเชื้อที่ดื้อต่อยาปฏิชีวนะในมนุษย์ ได้นำไปสู่การทยอยยกเลิกการใช้ยาปฏิชีวนะในสัตว์ที่ใช้เป็นอาหาร (4–8) ดังนั้น การพัฒนาสารเติมแต่งและสารปรับปรุงอาหารสัตว์ที่ตรงตามข้อกำหนดเหล่านี้อย่างน้อยบางส่วน (สุขภาพ สวัสดิภาพ และผลผลิตของสัตว์ที่ดีขึ้น) จึงเป็นที่น่าสนใจอย่างยิ่งทั้งจากมุมมองการวิจัยทางวิชาการและการพัฒนาเชิงพาณิชย์ (5, 9) สารเติมแต่งอาหารสัตว์เชิงพาณิชย์หลากหลายชนิดได้เข้าสู่ตลาดอาหารสัตว์แล้ว รวมถึงโปรไบโอติก พรีไบโอติก น้ำมันหอมระเหยและสารประกอบที่เกี่ยวข้องจากแหล่งพืชต่างๆ และสารเคมี เช่น อัลดีไฮด์ (10–14) สารเติมแต่งอาหารสัตว์เชิงพาณิชย์อื่นๆ ที่นิยมใช้ในสัตว์ปีก ได้แก่ แบคทีริโอเฟจ ซิงค์ออกไซด์ เอนไซม์จากภายนอก ผลิตภัณฑ์กีดกันการแข่งขัน และสารประกอบที่เป็นกรด (15, 16)
ในบรรดาสารเติมแต่งอาหารสัตว์ทางเคมีที่มีอยู่ อัลดีไฮด์และกรดอินทรีย์เป็นสารประกอบที่ได้รับการศึกษาและใช้งานอย่างแพร่หลายที่สุดในอดีต (12, 17–21) กรดอินทรีย์ โดยเฉพาะกรดไขมันสายสั้น (SCFAs) เป็นที่รู้จักกันดีว่าเป็นสารต้านแบคทีเรียก่อโรค กรดอินทรีย์เหล่านี้ถูกใช้เป็นสารเติมแต่งอาหารสัตว์ไม่เพียงแต่เพื่อจำกัดการมีอยู่ของเชื้อโรคในอาหารสัตว์เท่านั้น แต่ยังเพื่อออกฤทธิ์ต่อการทำงานของระบบทางเดินอาหารอีกด้วย (17, 20–24) นอกจากนี้ SCFAs ยังถูกผลิตขึ้นโดยการหมักโดยจุลินทรีย์ในลำไส้ในระบบทางเดินอาหาร และเชื่อว่ามีบทบาทเชิงกลไกในความสามารถของโปรไบโอติกและพรีไบโอติกบางชนิดในการต่อต้านเชื้อโรคที่เข้าสู่ร่างกายผ่านทางระบบทางเดินอาหาร (21, 23, 25)
ในช่วงหลายปีที่ผ่านมา กรดไขมันสายสั้น (SCFAs) หลายชนิดได้รับความสนใจอย่างมากในฐานะสารเติมแต่งอาหารสัตว์ โดยเฉพาะอย่างยิ่ง โพรพิโอเนต บิวทิเรต และฟอร์เมต เป็นหัวข้อของการศึกษาและการประยุกต์ใช้เชิงพาณิชย์มากมาย (17, 20, 21, 23, 24, 26) ในขณะที่การศึกษาในช่วงแรกมุ่งเน้นไปที่การควบคุมเชื้อก่อโรคในอาหารสัตว์และสัตว์ปีก การศึกษาล่าสุดได้เปลี่ยนจุดสนใจไปที่การปรับปรุงประสิทธิภาพโดยรวมของสัตว์และสุขภาพทางเดินอาหาร (20, 21, 24) อะซิเตต โพรพิโอเนต และบิวทิเรต ได้รับความสนใจอย่างมากในฐานะสารเติมแต่งอาหารสัตว์ประเภทกรดอินทรีย์ ซึ่งกรดฟอร์มิกก็เป็นอีกหนึ่งตัวเลือกที่น่าสนใจ (21, 23) ความสนใจส่วนใหญ่มุ่งเน้นไปที่ด้านความปลอดภัยของอาหารของกรดฟอร์มิก โดยเฉพาะอย่างยิ่งการลดการเกิดเชื้อก่อโรคในอาหารปศุสัตว์ อย่างไรก็ตาม ยังมีการพิจารณาการใช้งานอื่นๆ ที่เป็นไปได้อีกด้วย วัตถุประสงค์โดยรวมของการทบทวนนี้คือการตรวจสอบประวัติและสถานะปัจจุบันของกรดฟอร์มิกในฐานะสารปรับปรุงคุณภาพอาหารสัตว์ (รูปที่ 1) ในการศึกษานี้ เราจะตรวจสอบกลไกการต้านเชื้อแบคทีเรียของกรดฟอร์มิก นอกจากนี้ เราจะพิจารณาผลกระทบต่อปศุสัตว์และสัตว์ปีกอย่างละเอียด และหารือเกี่ยวกับวิธีการที่เป็นไปได้ในการปรับปรุงประสิทธิภาพของกรดฟอร์มิก
รูปที่ 1 แผนผังความคิดแสดงหัวข้อที่ครอบคลุมในการทบทวนนี้ โดยเฉพาะอย่างยิ่ง วัตถุประสงค์ทั่วไปที่มุ่งเน้นมีดังนี้: เพื่ออธิบายประวัติและสถานะปัจจุบันของกรดฟอร์มิกในฐานะสารปรับปรุงคุณภาพอาหารสัตว์ กลไกการต้านจุลชีพของกรดฟอร์มิกและผลกระทบของการใช้ต่อสุขภาพสัตว์และสัตว์ปีก และวิธีการที่เป็นไปได้ในการปรับปรุงประสิทธิภาพ
การผลิตอาหารสัตว์สำหรับปศุสัตว์และสัตว์ปีกเป็นกระบวนการที่ซับซ้อนซึ่งเกี่ยวข้องกับหลายขั้นตอน รวมถึงการแปรรูปทางกายภาพของเมล็ดพืช (เช่น การบดเพื่อลดขนาดอนุภาค) การแปรรูปด้วยความร้อนเพื่อการอัดเม็ด และการเติมสารอาหารหลายชนิดลงในอาหารขึ้นอยู่กับความต้องการทางโภชนาการเฉพาะของสัตว์ (27) ด้วยความซับซ้อนนี้ จึงไม่น่าแปลกใจที่การแปรรูปอาหารสัตว์ทำให้เมล็ดพืชสัมผัสกับปัจจัยด้านสิ่งแวดล้อมต่างๆ ก่อนที่จะถึงโรงสีอาหารสัตว์ ระหว่างการบด และต่อมาในระหว่างการขนส่งและการให้อาหารในรูปแบบอาหารผสม (9, 21, 28) ดังนั้น ตลอดหลายปีที่ผ่านมา จึงมีการระบุจุลินทรีย์กลุ่มต่างๆ มากมายในอาหารสัตว์ ซึ่งไม่เพียงแต่รวมถึงแบคทีเรียเท่านั้น แต่ยังรวมถึงแบคทีริโอเฟจ เชื้อรา และยีสต์ด้วย (9, 21, 28–31) สารปนเปื้อนบางชนิด เช่น เชื้อราบางชนิด สามารถผลิตไมโคทอกซินที่ก่อให้เกิดความเสี่ยงต่อสุขภาพของสัตว์ได้ (32–35)
ประชากรแบคทีเรียอาจมีความหลากหลายค่อนข้างมากและขึ้นอยู่กับวิธีการที่ใช้ในการแยกและระบุจุลินทรีย์ ตลอดจนแหล่งที่มาของตัวอย่าง ตัวอย่างเช่น โปรไฟล์องค์ประกอบของจุลินทรีย์อาจแตกต่างกันก่อนการบำบัดด้วยความร้อนที่เกี่ยวข้องกับการอัดเม็ด (36) แม้ว่าวิธีการเพาะเลี้ยงและการเพาะบนจานแบบดั้งเดิมจะให้ข้อมูลบางอย่าง แต่การประยุกต์ใช้ล่าสุดของวิธีการจัดลำดับรุ่นต่อไป (NGS) ที่ใช้ยีน 16S rRNA ได้ให้การประเมินชุมชนไมโครไบโอมของอาหารสัตว์ที่ครอบคลุมมากขึ้น (9) เมื่อ Solanki et al. (37) ตรวจสอบไมโครไบโอมของแบคทีเรียในเมล็ดข้าวสาลีที่เก็บไว้เป็นระยะเวลาหนึ่งโดยมีฟอสฟีน ซึ่งเป็นสารรมควันควบคุมแมลง พวกเขาพบว่าไมโครไบโอมมีความหลากหลายมากขึ้นหลังการเก็บเกี่ยวและหลังจากเก็บรักษาไว้ 3 เดือน นอกจากนี้ Solanki et al. (37) (37) แสดงให้เห็นว่า Proteobacteria, Firmicutes, Actinobacteria, Bacteroidetes และ Planctomyces เป็นไฟลัมที่เด่นในเมล็ดข้าวสาลี Bacillus, Erwinia และ Pseudomonas เป็นสกุลที่เด่น และ Enterobacteriaceae เป็นสัดส่วนเล็กน้อย จากการเปรียบเทียบทางอนุกรมวิธาน พวกเขาสรุปว่าการรมควันด้วยฟอสฟีนทำให้ประชากรแบคทีเรียเปลี่ยนแปลงอย่างมีนัยสำคัญ แต่ไม่ส่งผลกระทบต่อความหลากหลายของเชื้อรา
Solanki et al. (37) แสดงให้เห็นว่าแหล่งอาหารสัตว์อาจมีเชื้อก่อโรคในอาหารที่สามารถก่อให้เกิดปัญหาสุขภาพของประชาชนได้ โดยพิจารณาจากการตรวจพบ Enterobacteriaceae ในไมโครไบโอม เชื้อก่อโรคในอาหาร เช่น Clostridium perfringens, Clostridium botulinum, Salmonella, Campylobacter, Escherichia coli O157:H7 และ Listeria monocytogenes มีความเกี่ยวข้องกับอาหารสัตว์และไซเลจ (9, 31, 38) การคงอยู่ของเชื้อก่อโรคในอาหารอื่นๆ ในอาหารสัตว์และสัตว์ปีกยังไม่เป็นที่ทราบแน่ชัดในปัจจุบัน Ge et al. (39) ได้ทำการคัดกรองส่วนผสมอาหารสัตว์มากกว่า 200 ชนิด และแยก Salmonella, E. coli และ Enterococci ออกมาได้ แต่ไม่พบ E. coli O157:H7 หรือ Campylobacter อย่างไรก็ตาม เมทริกซ์ เช่น อาหารแห้ง อาจเป็นแหล่งของ E. coli ที่ก่อโรคได้ ในการติดตามแหล่งที่มาของการระบาดของเชื้อ Escherichia coli ที่ผลิตสารพิษชิกา (STEC) ซีโรกรุ๊ป O121 และ O26 ที่เกี่ยวข้องกับโรคในมนุษย์ในปี 2016 นั้น Crowe et al. (40) ได้ใช้การจัดลำดับจีโนมทั้งหมดเพื่อเปรียบเทียบเชื้อที่แยกได้จากผู้ป่วยกับเชื้อที่แยกได้จากผลิตภัณฑ์อาหาร จากการเปรียบเทียบนี้ พวกเขาสรุปได้ว่าแหล่งที่มาที่น่าจะเป็นไปได้คือแป้งสาลีดิบที่มีความชื้นต่ำจากโรงสีแป้ง ปริมาณความชื้นต่ำของแป้งสาลีบ่งชี้ว่า STEC สามารถอยู่รอดได้ในอาหารสัตว์ที่มีความชื้นต่ำเช่นกัน อย่างไรก็ตาม ดังที่ Crowe et al. (40) ตั้งข้อสังเกต การแยก STEC จากตัวอย่างแป้งนั้นทำได้ยากและต้องใช้วิธีการแยกด้วยแม่เหล็กภูมิคุ้มกันเพื่อกู้คืนเซลล์แบคทีเรียจำนวนมากพอ กระบวนการวินิจฉัยที่คล้ายกันนี้อาจทำให้การตรวจจับและการแยกเชื้อก่อโรคในอาหารที่หายากในอาหารสัตว์มีความซับซ้อนมากขึ้น ความยากลำบากในการตรวจจับอาจเกิดจากการคงอยู่ของเชื้อก่อโรคเหล่านี้ในเมทริกซ์ที่มีความชื้นต่ำเป็นเวลานาน Forghani et al. (41) แสดงให้เห็นว่าแป้งสาลีที่เก็บไว้ที่อุณหภูมิห้องและฉีดเชื้อด้วยส่วนผสมของเชื้อ Escherichia coli ที่ทำให้เกิดเลือดออกในลำไส้ (EHEC) ซีโรกรุ๊ป O45, O121 และ O145 และเชื้อ Salmonella (S. Typhimurium, S. Agona, S. Enteritidis และ S. Anatum) สามารถวัดปริมาณได้ที่ 84 และ 112 วัน และยังคงตรวจพบได้ที่ 24 และ 52 สัปดาห์
ในอดีต ไม่เคยมีการแยกเชื้อ Campylobacter ออกจากอาหารสัตว์และสัตว์ปีกด้วยวิธีการเพาะเลี้ยงแบบดั้งเดิม (38, 39) แม้ว่าจะสามารถแยกเชื้อ Campylobacter ออกจากระบบทางเดินอาหารของสัตว์ปีกและผลิตภัณฑ์จากสัตว์ปีกได้อย่างง่ายดาย (42, 43) อย่างไรก็ตาม อาหารสัตว์ก็ยังมีข้อดีในฐานะแหล่งที่มาที่เป็นไปได้ ตัวอย่างเช่น Alves et al. (44) แสดงให้เห็นว่าการฉีดเชื้อ C. jejuni ลงในอาหารไก่ขุน และการเก็บรักษาอาหารไว้ที่อุณหภูมิสองระดับที่แตกต่างกันเป็นเวลา 3 หรือ 5 วัน ส่งผลให้สามารถตรวจพบเชื้อ C. jejuni ที่มีชีวิต และในบางกรณีก็สามารถเพิ่มจำนวนขึ้นได้ พวกเขาสรุปว่า C. jejuni สามารถอยู่รอดได้ในอาหารสัตว์ปีกอย่างแน่นอน และดังนั้นจึงอาจเป็นแหล่งที่มาของการติดเชื้อในไก่ได้
การปนเปื้อนของเชื้อ Salmonella ในอาหารสัตว์และสัตว์ปีกได้รับความสนใจอย่างมากในอดีตและยังคงเป็นจุดสนใจของความพยายามอย่างต่อเนื่องในการพัฒนาวิธีการตรวจจับที่ใช้ได้เฉพาะกับอาหารสัตว์และการหามาตรการควบคุมที่มีประสิทธิภาพมากขึ้น (12, 26, 30, 45–53) ในช่วงหลายปีที่ผ่านมา มีการศึกษามากมายที่ตรวจสอบการแยกและการจำแนกลักษณะของเชื้อ Salmonella ในสถานประกอบการผลิตอาหารสัตว์และโรงงานผลิตอาหารสัตว์ต่างๆ (38, 39, 54–61) โดยรวมแล้ว การศึกษาเหล่านี้บ่งชี้ว่าสามารถแยกเชื้อ Salmonella ได้จากส่วนผสมอาหารสัตว์ แหล่งที่มาของอาหารสัตว์ ประเภทของอาหารสัตว์ และกระบวนการผลิตอาหารสัตว์ที่หลากหลาย อัตราการแพร่กระจายและซีโรไทป์ของ Salmonella ที่แยกได้ก็แตกต่างกันไป ตัวอย่างเช่น Li et al. (57) ยืนยันการมีอยู่ของ Salmonella spp. ตรวจพบใน 12.5% ​​ของตัวอย่าง 2058 ตัวอย่างที่เก็บรวบรวมจากอาหารสัตว์สำเร็จรูป ส่วนผสมอาหารสัตว์ อาหารสัตว์เลี้ยง ขนมสัตว์เลี้ยง และอาหารเสริมสัตว์เลี้ยงในช่วงระยะเวลาการเก็บข้อมูลปี 2002 ถึง 2009 นอกจากนี้ ซีโรไทป์ที่พบได้บ่อยที่สุดในตัวอย่าง Salmonella 12.5% ​​ที่ให้ผลบวกคือ S. Senftenberg และ S. Montevideo (57) ในการศึกษาเกี่ยวกับอาหารพร้อมรับประทานและผลพลอยได้จากอาหารสัตว์ในรัฐเท็กซัส Hsieh et al. (58) รายงานว่าการแพร่ระบาดสูงสุดของ Salmonella พบในปลาป่น รองลงมาคือโปรตีนจากสัตว์ โดยมี S. Mbanka และ S. Montevideo เป็นซีโรไทป์ที่พบได้บ่อยที่สุด โรงงานผลิตอาหารสัตว์ยังมีจุดที่อาจเกิดการปนเปื้อนของอาหารสัตว์หลายจุดในระหว่างการผสมและการเติมส่วนผสม (9, 56, 61) Magossi et al. (61) สามารถแสดงให้เห็นว่าจุดปนเปื้อนหลายจุดสามารถเกิดขึ้นได้ในระหว่างการผลิตอาหารสัตว์ในสหรัฐอเมริกา อันที่จริง Magossi et al. (61) พบการเพาะเลี้ยง Salmonella ที่ให้ผลบวกอย่างน้อยหนึ่งตัวอย่างในโรงงานผลิตอาหารสัตว์ 11 แห่ง (สถานที่เก็บตัวอย่างทั้งหมด 12 แห่ง) ในแปดรัฐในสหรัฐอเมริกา เนื่องจากมีโอกาสที่เชื้อซัลโมเนลลาจะปนเปื้อนระหว่างการจัดการอาหารสัตว์ การขนส่ง และการให้อาหารในแต่ละวัน จึงไม่ใช่เรื่องน่าแปลกใจที่ความพยายามอย่างมากกำลังถูกดำเนินการเพื่อพัฒนาสารเติมแต่งอาหารสัตว์ที่สามารถลดและรักษาระดับการปนเปื้อนของจุลินทรีย์ให้อยู่ในระดับต่ำตลอดวงจรการผลิตสัตว์
กลไกการตอบสนองเฉพาะของ Salmonella ต่อกรดฟอร์มิกยังไม่เป็นที่ทราบแน่ชัด อย่างไรก็ตาม Huang et al. (62) ระบุว่ากรดฟอร์มิกมีอยู่ในลำไส้เล็กของสัตว์เลี้ยงลูกด้วยนม และ Salmonella spp. สามารถผลิตกรดฟอร์มิกได้ Huang et al. (62) ใช้ชุดของตัวกลายพันธุ์แบบลบของเส้นทางสำคัญเพื่อตรวจจับการแสดงออกของยีนก่อโรคของ Salmonella และพบว่าฟอร์เมตสามารถทำหน้าที่เป็นสัญญาณที่แพร่กระจายได้เพื่อกระตุ้นให้ Salmonella บุกรุกเซลล์เยื่อบุผิว Hep-2 เมื่อไม่นานมานี้ Liu et al. (63) ได้แยกตัวขนส่งฟอร์เมต FocA จาก Salmonella typhimurium ซึ่งทำหน้าที่เป็นช่องทางฟอร์เมตเฉพาะที่ pH 7.0 แต่ยังสามารถทำหน้าที่เป็นช่องทางส่งออกแบบพาสซีฟที่ pH ภายนอกสูง หรือเป็นช่องทางนำเข้าฟอร์เมต/ไอออนไฮโดรเจนแบบแอคทีฟรองที่ pH ต่ำ อย่างไรก็ตาม การศึกษานี้ดำเนินการกับ S. Typhimurium เพียงซีโรไทป์เดียวเท่านั้น คำถามที่ยังคงอยู่คือ เซโรไทป์ทั้งหมดตอบสนองต่อกรดฟอร์มิกด้วยกลไกที่คล้ายคลึงกันหรือไม่ นี่เป็นคำถามวิจัยที่สำคัญที่ควรได้รับการแก้ไขในการศึกษาในอนาคต ไม่ว่าผลลัพธ์จะเป็นอย่างไร การใช้เซโรไทป์ของ Salmonella หลายชนิด หรือแม้แต่สายพันธุ์หลายสายพันธุ์ของแต่ละเซโรไทป์ในการทดลองคัดกรองยังคงเป็นสิ่งที่ควรทำเมื่อพัฒนาคำแนะนำทั่วไปสำหรับการใช้สารเสริมกรดเพื่อลดระดับ Salmonella ในอาหารสัตว์ แนวทางใหม่ๆ เช่น การใช้บาร์โค้ดทางพันธุกรรมเพื่อเข้ารหัสสายพันธุ์เพื่อแยกแยะกลุ่มย่อยต่างๆ ของเซโรไทป์เดียวกัน (9, 64) เปิดโอกาสให้สามารถแยกแยะความแตกต่างที่ละเอียดกว่าซึ่งอาจส่งผลต่อข้อสรุปและการตีความความแตกต่างได้
ลักษณะทางเคมีและรูปแบบการแตกตัวของฟอร์เมตอาจมีความสำคัญเช่นกัน ในการศึกษาชุดหนึ่ง Beyer et al. (65–67) แสดงให้เห็นว่าการยับยั้ง Enterococcus faecium, Campylobacter jejuni และ Campylobacter coli มีความสัมพันธ์กับปริมาณของกรดฟอร์มิกที่แตกตัว และไม่ขึ้นอยู่กับค่า pH หรือกรดฟอร์มิกที่ไม่แตกตัว รูปแบบทางเคมีของฟอร์เมตที่แบคทีเรียสัมผัสก็ดูเหมือนจะมีความสำคัญเช่นกัน Kovanda et al. (68) ได้ทำการคัดกรองจุลินทรีย์แกรมลบและแกรมบวกหลายชนิด และเปรียบเทียบความเข้มข้นต่ำสุดที่ยับยั้ง (MIC) ของโซเดียมฟอร์เมต (500–25,000 มก./ลิตร) และส่วนผสมของโซเดียมฟอร์เมตและฟอร์เมตอิสระ (40/60 มก./ปริมาตร; 10–10,000 มก./ลิตร) จากค่า MIC พวกเขาพบว่าโซเดียมฟอร์เมตยับยั้งเฉพาะเชื้อ Campylobacter jejuni, Clostridium perfringens, Streptococcus suis และ Streptococcus pneumoniae เท่านั้น แต่ไม่ยับยั้งเชื้อ Escherichia coli, Salmonella typhimurium หรือ Enterococcus faecalis ในทางตรงกันข้าม สารผสมระหว่างโซเดียมฟอร์เมตและโซเดียมฟอร์เมตอิสระยับยั้งจุลินทรีย์ทุกชนิด ทำให้ผู้เขียนสรุปว่ากรดฟอร์มิกอิสระมีคุณสมบัติต้านจุลินทรีย์มากที่สุด จึงน่าสนใจที่จะศึกษาอัตราส่วนต่างๆ ของสารเคมีทั้งสองรูปแบบนี้ เพื่อตรวจสอบว่าช่วงของค่า MIC สัมพันธ์กับระดับของกรดฟอร์มิกในสูตรผสมและการตอบสนองต่อกรดฟอร์มิก 100% หรือไม่
Gomez-Garcia et al. (69) ทดสอบการผสมผสานของน้ำมันหอมระเหยและกรดอินทรีย์ (เช่น กรดฟอร์มิก) กับเชื้อ Escherichia coli, Salmonella และ Clostridium perfringens หลายสายพันธุ์ที่ได้จากสุกร พวกเขาทดสอบประสิทธิภาพของกรดอินทรีย์ 6 ชนิด รวมถึงกรดฟอร์มิก และน้ำมันหอมระเหย 6 ชนิด กับเชื้อที่แยกได้จากสุกร โดยใช้ฟอร์มาลดีไฮด์เป็นตัวควบคุมเชิงบวก Gomez-García et al. (69) กำหนดค่า MIC50, MBC50 และ MIC50/MBC50 ของกรดฟอร์มิกกับ Escherichia coli (600 และ 2400 ppm, 4), Salmonella (600 และ 2400 ppm, 4) และ Clostridium perfringens (1200 และ 2400 ppm, 2) ซึ่งพบว่ากรดฟอร์มิกมีประสิทธิภาพมากกว่ากรดอินทรีย์ทั้งหมดในการต่อต้าน E. coli และ Salmonella (69) กรดฟอร์มิกมีประสิทธิภาพในการต่อต้านเชื้อ Escherichia coli และ Salmonella เนื่องจากมีขนาดโมเลกุลเล็กและมีสายโซ่ยาว (70)
Beyer และคณะได้ทำการคัดกรองสายพันธุ์ Campylobacter ที่แยกได้จากสุกร (66) และสายพันธุ์ Campylobacter jejuni ที่แยกได้จากสัตว์ปีก (67) และแสดงให้เห็นว่ากรดฟอร์มิกแตกตัวที่ความเข้มข้นที่สอดคล้องกับการตอบสนอง MIC ที่วัดได้สำหรับกรดอินทรีย์อื่นๆ อย่างไรก็ตาม ศักยภาพสัมพัทธ์ของกรดเหล่านี้ รวมถึงกรดฟอร์มิก ได้ถูกตั้งคำถาม เนื่องจาก Campylobacter สามารถใช้กรดเหล่านี้เป็นสารตั้งต้นได้ (66, 67) การใช้กรดของ C. jejuni นั้นไม่น่าแปลกใจ เพราะพบว่ามีกระบวนการเผาผลาญแบบไม่ใช้ไกลโคไลซิส ดังนั้น C. jejuni จึงมีความสามารถในการสลายคาร์โบไฮเดรตอย่างจำกัด และอาศัยกลูโคเนโอเจเนซิสจากกรดอะมิโนและกรดอินทรีย์สำหรับการเผาผลาญพลังงานและกิจกรรมการสังเคราะห์ทางชีวภาพส่วนใหญ่ (71, 72) การศึกษาเบื้องต้นโดย Line และคณะ (73) ใช้อาร์เรย์ฟีโนไทป์ที่มีแหล่งคาร์บอน 190 แหล่ง และแสดงให้เห็นว่า C. jejuni 11168(GS) สามารถใช้กรดอินทรีย์เป็นแหล่งคาร์บอน ซึ่งส่วนใหญ่เป็นสารตัวกลางของวัฏจักรกรดไตรคาร์บอกซิลิก การศึกษาเพิ่มเติมโดย Wagli et al. (74) โดยใช้อาร์เรย์การใช้คาร์บอนแบบฟีโนไทป์แสดงให้เห็นว่าสายพันธุ์ C. jejuni และ E. coli ที่ตรวจสอบในการศึกษาของพวกเขาสามารถเจริญเติบโตได้บนกรดอินทรีย์เป็นแหล่งคาร์บอน ฟอร์เมตเป็นผู้ให้อิเล็กตรอนหลักสำหรับการเผาผลาญพลังงานการหายใจของ C. jejuni และดังนั้นจึงเป็นแหล่งพลังงานหลักสำหรับ C. jejuni (71, 75) C. jejuni สามารถใช้ฟอร์เมตเป็นผู้ให้ไฮโดรเจนผ่านคอมเพล็กซ์ฟอร์เมตดีไฮโดรจีเนสที่ยึดติดกับเยื่อหุ้มเซลล์ซึ่งออกซิไดซ์ฟอร์เมตเป็นคาร์บอนไดออกไซด์ โปรตอน และอิเล็กตรอน และทำหน้าที่เป็นผู้ให้อิเล็กตรอนสำหรับการหายใจ (72)
กรดฟอร์มิกมีประวัติการใช้งานมายาวนานในฐานะสารปรับปรุงคุณภาพอาหารสัตว์ต้านจุลชีพ แต่แมลงบางชนิดยังสามารถผลิตกรดฟอร์มิกเพื่อใช้เป็นสารเคมีป้องกันจุลชีพได้อีกด้วย Rossini et al. (76) แนะนำว่ากรดฟอร์มิกอาจเป็นส่วนประกอบของน้ำเลี้ยงที่เป็นกรดของมดที่ Ray (77) อธิบายไว้เมื่อเกือบ 350 ปีที่แล้ว นับตั้งแต่นั้นมา ความเข้าใจของเราเกี่ยวกับการผลิตกรดฟอร์มิกในมดและแมลงอื่นๆ ก็เพิ่มขึ้นอย่างมาก และปัจจุบันเป็นที่ทราบกันดีว่ากระบวนการนี้เป็นส่วนหนึ่งของระบบป้องกันสารพิษที่ซับซ้อนในแมลง (78) แมลงหลายกลุ่ม รวมถึงผึ้งไม่มีเหล็กใน มดมีพิษ (Hymenoptera: Apidae) ด้วงดิน (Galerita lecontei และ G. janus) มดไม่มีเหล็กใน (Formicinae) และตัวอ่อนผีเสื้อกลางคืนบางชนิด (Lepidoptera: Myrmecophaga) เป็นที่ทราบกันว่าผลิตกรดฟอร์มิกเป็นสารเคมีป้องกันตัว (76, 78–82)
มดอาจเป็นสิ่งมีชีวิตที่มีลักษณะเฉพาะที่ดีที่สุด เนื่องจากพวกมันมีแอซิโดไซต์ ซึ่งเป็นช่องเปิดพิเศษที่ช่วยให้พวกมันพ่นพิษซึ่งประกอบด้วยกรดฟอร์มิกเป็นหลัก (82) มดใช้เซอรีนเป็นสารตั้งต้นและเก็บฟอร์เมตจำนวนมากไว้ในต่อมพิษ ซึ่งมีการหุ้มฉนวนอย่างดีพอที่จะปกป้องมดเจ้าบ้านจากความเป็นพิษของฟอร์เมตจนกว่าจะถูกพ่นออกมา (78, 83) กรดฟอร์มิกที่พวกมันหลั่งออกมาอาจ (1) ทำหน้าที่เป็นฟีโรโมนเตือนภัยเพื่อดึงดูดมดตัวอื่น (2) เป็นสารเคมีป้องกันตัวจากคู่แข่งและผู้ล่า และ (3) ทำหน้าที่เป็นสารต้านเชื้อราและแบคทีเรียเมื่อรวมกับเรซินซึ่งเป็นส่วนหนึ่งของวัสดุทำรัง (78, 82, 84–88) กรดฟอร์มิกที่ผลิตโดยมดมีคุณสมบัติในการต้านจุลชีพ ซึ่งบ่งชี้ว่าสามารถใช้เป็นสารเติมแต่งเฉพาะที่ได้ Bruch et al. (88) ได้แสดงให้เห็นแล้วว่า พวกเขาได้เติมกรดฟอร์มิกสังเคราะห์ลงในเรซินและพบว่ากิจกรรมต้านเชื้อราดีขึ้นอย่างมีนัยสำคัญ หลักฐานเพิ่มเติมเกี่ยวกับประสิทธิภาพของกรดฟอร์มิกและประโยชน์ทางชีวภาพคือตัวกินมดยักษ์ซึ่งไม่สามารถผลิตกรดในกระเพาะอาหารได้ จะกินมดที่มีกรดฟอร์มิกเพื่อให้ตัวเองได้รับกรดฟอร์มิกเข้มข้นเพื่อใช้เป็นกรดย่อยอาหารทางเลือก (89)
การใช้กรดฟอร์มิกในทางปฏิบัติทางการเกษตรได้รับการพิจารณาและศึกษามาหลายปีแล้ว โดยเฉพาะอย่างยิ่ง กรดฟอร์มิกสามารถใช้เป็นสารเติมแต่งในอาหารสัตว์และไซเลจได้ โซเดียมฟอร์เมตทั้งในรูปของแข็งและของเหลวถือว่าปลอดภัยสำหรับสัตว์ทุกชนิด ผู้บริโภค และสิ่งแวดล้อม (90) จากการประเมินของพวกเขา (90) ความเข้มข้นสูงสุด 10,000 มิลลิกรัมเทียบเท่ากรดฟอร์มิก/กิโลกรัมอาหารสัตว์ถือว่าปลอดภัยสำหรับสัตว์ทุกชนิด ในขณะที่ความเข้มข้นสูงสุด 12,000 มิลลิกรัมเทียบเท่ากรดฟอร์มิก/กิโลกรัมอาหารสัตว์ถือว่าปลอดภัยสำหรับสุกร การใช้กรดฟอร์มิกเป็นสารปรับปรุงคุณภาพอาหารสัตว์ได้รับการศึกษามาหลายปีแล้ว ถือว่ามีคุณค่าทางการตลาดในฐานะสารกันบูดไซเลจและสารต้านจุลชีพในอาหารสัตว์และสัตว์ปีก
สารเติมแต่งทางเคมี เช่น กรด เป็นองค์ประกอบสำคัญในการผลิตไซเลจและการจัดการอาหารสัตว์มาโดยตลอด (91, 92) Borreani et al. (91) ตั้งข้อสังเกตว่า เพื่อให้ได้ผลผลิตไซเลจคุณภาพสูงอย่างเหมาะสม จำเป็นต้องรักษาคุณภาพของอาหารสัตว์ในขณะที่คงปริมาณสารแห้งไว้ให้มากที่สุดเท่าที่จะเป็นไปได้ ผลลัพธ์ของการปรับให้เหมาะสมดังกล่าวคือการลดการสูญเสียในทุกขั้นตอนของกระบวนการทำไซเลจให้เหลือน้อยที่สุด ตั้งแต่สภาวะแอโรบิกเริ่มต้นในไซโล ไปจนถึงการหมัก การเก็บรักษา และการเปิดไซโลอีกครั้งเพื่อการให้อาหาร วิธีการเฉพาะสำหรับการปรับการผลิตไซเลจในแปลงและการหมักไซเลจให้เหมาะสมได้มีการกล่าวถึงโดยละเอียดในที่อื่นแล้ว (91, 93-95) และจะไม่กล่าวถึงโดยละเอียดในที่นี้ ปัญหาหลักคือการเสื่อมสภาพจากการออกซิเดชันที่เกิดจากยีสต์และราเมื่อมีออกซิเจนอยู่ในไซเลจ (91, 92) ดังนั้นจึงมีการนำสารกระตุ้นทางชีวภาพและสารเติมแต่งทางเคมีมาใช้เพื่อต่อต้านผลกระทบที่ไม่พึงประสงค์ของการเน่าเสีย (91, 92) ข้อควรพิจารณาอื่นๆ สำหรับสารเติมแต่งในไซเลจ ได้แก่ การจำกัดการแพร่กระจายของเชื้อโรคที่อาจมีอยู่ในไซเลจ (เช่น อีโคไลที่ก่อโรค ลิสเตอเรีย และซัลโมเนลลา) รวมถึงเชื้อราที่สร้างไมโคทอกซิน (96–98)
Mack et al. (92) แบ่งสารเติมแต่งที่เป็นกรดออกเป็นสองประเภท กรด เช่น กรดโพรพิโอนิก กรดอะซิติก กรดซอร์บิก และกรดเบนโซอิก ช่วยรักษาเสถียรภาพของไซเลจเมื่อนำไปเลี้ยงสัตว์เคี้ยวเอื้องโดยจำกัดการเจริญเติบโตของยีสต์และรา (92) Mack et al. (92) แยกกรดฟอร์มิกออกจากกรดอื่นๆ และพิจารณาว่าเป็นสารเพิ่มความเป็นกรดโดยตรงที่ยับยั้งคลอสทริเดียและจุลินทรีย์ที่ทำให้เกิดการเน่าเสียในขณะที่ยังคงรักษาความสมบูรณ์ของโปรตีนในไซเลจ ในทางปฏิบัติ รูปแบบเกลือของกรดฟอร์มิกเป็นรูปแบบทางเคมีที่พบได้บ่อยที่สุดเพื่อหลีกเลี่ยงคุณสมบัติการกัดกร่อนของกรดในรูปแบบที่ไม่ใช่เกลือ (91) กลุ่มวิจัยหลายกลุ่มยังได้ศึกษาเกี่ยวกับกรดฟอร์มิกในฐานะสารเติมแต่งที่เป็นกรดสำหรับไซเลจ กรดฟอร์มิกเป็นที่รู้จักกันดีในด้านศักยภาพในการเพิ่มความเป็นกรดอย่างรวดเร็วและผลในการยับยั้งการเจริญเติบโตของจุลินทรีย์ในไซเลจที่เป็นอันตรายซึ่งลดปริมาณโปรตีนและคาร์โบไฮเดรตที่ละลายน้ำได้ในไซเลจ (99) ดังนั้น He et al. (92) เปรียบเทียบกรดฟอร์มิกกับสารเติมแต่งที่เป็นกรดในไซเลจ (100) แสดงให้เห็นว่ากรดฟอร์มิกสามารถยับยั้ง Escherichia coli และลดค่า pH ของไซเลจได้ นอกจากนี้ยังมีการเติมเชื้อแบคทีเรียที่ผลิตกรดฟอร์มิกและกรดแลคติกเข้าไปในไซเลจเพื่อกระตุ้นการทำให้เป็นกรดและการผลิตกรดอินทรีย์ (101) อันที่จริง Cooley et al. (101) พบว่าเมื่อไซเลจถูกทำให้เป็นกรดด้วยกรดฟอร์มิก 3% (w/v) การผลิตกรดแลคติกและกรดฟอร์มิกจะเกิน 800 และ 1000 มิลลิกรัมของกรดอินทรีย์ต่อตัวอย่าง 100 กรัม ตามลำดับ Mack et al. (92) ได้ทบทวนวรรณกรรมวิจัยเกี่ยวกับสารเติมแต่งในไซเลจอย่างละเอียด รวมถึงการศึกษาที่ตีพิมพ์ตั้งแต่ปี 2000 ที่เน้นและ/หรือรวมถึงกรดฟอร์มิกและกรดอื่นๆ ดังนั้น การทบทวนนี้จะไม่กล่าวถึงการศึกษาแต่ละเรื่องโดยละเอียด แต่จะสรุปประเด็นสำคัญบางประการเกี่ยวกับประสิทธิภาพของกรดฟอร์มิกในฐานะสารเติมแต่งทางเคมีในไซเลจ กรดฟอร์มิกทั้งแบบไม่มีบัฟเฟอร์และแบบมีบัฟเฟอร์ได้รับการศึกษาแล้ว และในกรณีส่วนใหญ่พบว่า Clostridium spp. มีกิจกรรมสัมพัทธ์ (การดูดซึมคาร์โบไฮเดรต โปรตีน และแลคเตท และการขับถ่ายบิวทิเรต) มีแนวโน้มลดลง ในขณะที่การผลิตแอมโมเนียและบิวทิเรตลดลง และการกักเก็บสารแห้งเพิ่มขึ้น (92) ประสิทธิภาพของกรดฟอร์มิกมีข้อจำกัด แต่การใช้เป็นสารเติมแต่งในไซเลจร่วมกับกรดอื่นๆ ดูเหมือนจะช่วยแก้ไขปัญหาเหล่านี้ได้ (92)
กรดฟอร์มิกสามารถยับยั้งแบคทีเรียก่อโรคที่เป็นอันตรายต่อสุขภาพของมนุษย์ได้ ตัวอย่างเช่น Pauly และ Tam (102) ได้ทำการเพาะเชื้อ L. monocytogenes ลงในไซโลขนาดเล็กในห้องปฏิบัติการที่มีหญ้ารายกราสสามระดับความแห้งต่างกัน (200, 430 และ 540 กรัม/กิโลกรัม) จากนั้นจึงเติมกรดฟอร์มิก (3 มิลลิลิตร/กิโลกรัม) หรือแบคทีเรียกรดแลคติก (8 × 105/กรัม) และเอนไซม์เซลลูโลไลติก พวกเขารายงานว่าการรักษาทั้งสองวิธีช่วยลด L. monocytogenes ลงจนตรวจไม่พบในไซเลจที่มีความแห้งต่ำ (200 กรัม/กิโลกรัม) อย่างไรก็ตาม ในไซเลจที่มีความแห้งปานกลาง (430 กรัม/กิโลกรัม) ยังคงตรวจพบ L. monocytogenes ได้หลังจาก 30 วันในไซเลจที่ได้รับการบำบัดด้วยกรดฟอร์มิก การลดลงของ L. monocytogenes ดูเหมือนจะเกี่ยวข้องกับค่า pH ที่ต่ำลง กรดแลคติก และกรดที่ไม่แตกตัวรวมกัน ตัวอย่างเช่น Pauly และ Tam (102) ตั้งข้อสังเกตว่าระดับกรดแลคติกและกรดที่ไม่แตกตัวรวมกันมีความสำคัญเป็นพิเศษ ซึ่งอาจเป็นเหตุผลที่ไม่พบการลดลงของ L. monocytogenes ในสื่อที่ได้รับการบำบัดด้วยกรดฟอร์มิกจากไซเลจที่มีปริมาณสารแห้งสูงกว่า ควรมีการศึกษาที่คล้ายกันในอนาคตสำหรับเชื้อก่อโรคในไซเลจทั่วไปอื่นๆ เช่น Salmonella และ E. coli ที่ก่อโรค การวิเคราะห์ลำดับ 16S rDNA ที่ครอบคลุมมากขึ้นของชุมชนจุลินทรีย์ในไซเลจทั้งหมดอาจช่วยระบุการเปลี่ยนแปลงในประชากรจุลินทรีย์ในไซเลจโดยรวมที่เกิดขึ้นในขั้นตอนต่างๆ ของการหมักไซเลจในที่ที่มีกรดฟอร์มิก (103) การได้รับข้อมูลไมโครไบโอมอาจให้การสนับสนุนเชิงวิเคราะห์เพื่อทำนายความคืบหน้าของการหมักไซเลจได้ดีขึ้น และเพื่อพัฒนาส่วนผสมของสารเติมแต่งที่เหมาะสมที่สุดเพื่อรักษาระดับคุณภาพของไซเลจให้สูง
ในอาหารสัตว์ที่ทำจากธัญพืช กรดฟอร์มิกถูกใช้เป็นสารต้านจุลชีพเพื่อจำกัดระดับเชื้อก่อโรคในอาหารสัตว์ที่ได้จากธัญพืชหลายชนิด รวมถึงส่วนผสมอาหารสัตว์บางอย่าง เช่น ผลพลอยได้จากสัตว์ ผลกระทบต่อประชากรเชื้อก่อโรคในสัตว์ปีกและสัตว์อื่นๆ สามารถแบ่งออกได้เป็นสองประเภทใหญ่ๆ คือ ผลกระทบโดยตรงต่อประชากรเชื้อก่อโรคในอาหารเอง และผลกระทบทางอ้อมต่อเชื้อก่อโรคที่เข้าไปอาศัยอยู่ในระบบทางเดินอาหารของสัตว์หลังจากกินอาหารที่ผ่านการบำบัดแล้ว (20, 21, 104) เห็นได้ชัดว่าทั้งสองประเภทนี้มีความสัมพันธ์กัน เนื่องจากการลดจำนวนเชื้อก่อโรคในอาหารควรส่งผลให้การเข้าไปอาศัยของเชื้อก่อโรคลดลงเมื่อสัตว์กินอาหารนั้น อย่างไรก็ตาม คุณสมบัติในการต้านจุลชีพของกรดชนิดใดชนิดหนึ่งที่เติมลงในอาหารสัตว์อาจได้รับอิทธิพลจากหลายปัจจัย เช่น องค์ประกอบของอาหารและรูปแบบที่เติมกรด (21, 105)
ในอดีต การใช้กรดฟอร์มิกและกรดที่เกี่ยวข้องอื่นๆ มุ่งเน้นไปที่การควบคุมเชื้อ Salmonella ในอาหารสัตว์และสัตว์ปีกโดยตรงเป็นหลัก (21) ผลการศึกษาเหล่านี้ได้รับการสรุปโดยละเอียดในบทวิจารณ์หลายฉบับที่ตีพิมพ์ในช่วงเวลาต่างๆ (18, 21, 26, 47, 104–106) ดังนั้นบทวิจารณ์นี้จึงกล่าวถึงเฉพาะข้อค้นพบที่สำคัญบางส่วนจากการศึกษาเหล่านี้เท่านั้น การศึกษาหลายชิ้นแสดงให้เห็นว่าฤทธิ์ต้านจุลชีพของกรดฟอร์มิกในอาหารสัตว์ขึ้นอยู่กับปริมาณและระยะเวลาการสัมผัสกับกรดฟอร์มิก ปริมาณความชื้นของอาหารสัตว์ และความเข้มข้นของแบคทีเรียในอาหารและทางเดินอาหารของสัตว์ (19, 21, 107–109) ชนิดของอาหารสัตว์และแหล่งที่มาของส่วนผสมอาหารสัตว์ก็เป็นปัจจัยที่มีอิทธิพลเช่นกัน ดังนั้น การศึกษาหลายชิ้นแสดงให้เห็นว่าระดับของ Salmonella และสารพิษจากแบคทีเรียที่แยกได้จากผลิตภัณฑ์พลอยได้จากสัตว์อาจแตกต่างจากที่แยกได้จากผลิตภัณฑ์พลอยได้จากพืช (39, 45, 58, 59, 110–112) อย่างไรก็ตาม ความแตกต่างในการตอบสนองต่อกรด เช่น กรดฟอร์มิก อาจเกี่ยวข้องกับความแตกต่างในการอยู่รอดของซีโรวาร์ในอาหารและอุณหภูมิที่ใช้ในการแปรรูปอาหาร (19, 113, 114) ความแตกต่างในการตอบสนองของซีโรวาร์ต่อการบำบัดด้วยกรดอาจเป็นปัจจัยหนึ่งในการปนเปื้อนของสัตว์ปีกด้วยอาหารที่ปนเปื้อน (113, 115) และความแตกต่างในการแสดงออกของยีนก่อโรค (116) ก็อาจมีบทบาทเช่นกัน ความแตกต่างในความทนทานต่อกรดอาจส่งผลต่อการตรวจพบ Salmonella ในอาหารเลี้ยงเชื้อหากกรดในอาหารไม่ได้รับการบัฟเฟอร์อย่างเพียงพอ (21, 105, 117–122) รูปแบบทางกายภาพของอาหาร (ในแง่ของขนาดอนุภาค) อาจส่งผลต่อความพร้อมใช้งานสัมพัทธ์ของกรดฟอร์มิกในระบบทางเดินอาหาร (123)
กลยุทธ์ในการเพิ่มประสิทธิภาพกิจกรรมต้านจุลชีพของกรดฟอร์มิกที่เติมลงในอาหารสัตว์ก็มีความสำคัญเช่นกัน มีการแนะนำให้ใช้กรดที่มีความเข้มข้นสูงขึ้นสำหรับส่วนผสมอาหารสัตว์ที่มีการปนเปื้อนสูงก่อนการผสมอาหารสัตว์ เพื่อลดความเสียหายที่อาจเกิดขึ้นกับอุปกรณ์โรงงานผลิตอาหารสัตว์และปัญหาเกี่ยวกับความน่ากินของอาหารสัตว์ (105) โจนส์ (51) สรุปว่าเชื้อ Salmonella ที่มีอยู่ในอาหารสัตว์ก่อนการทำความสะอาดด้วยสารเคมีนั้นควบคุมได้ยากกว่าเชื้อ Salmonella ที่สัมผัสกับอาหารสัตว์หลังจากได้รับการบำบัดด้วยสารเคมีแล้ว การบำบัดด้วยความร้อนของอาหารสัตว์ในระหว่างกระบวนการผลิตที่โรงงานผลิตอาหารสัตว์ได้รับการแนะนำให้เป็นการแทรกแซงเพื่อจำกัดการปนเปื้อนของเชื้อ Salmonella ในอาหารสัตว์ แต่สิ่งนี้ขึ้นอยู่กับองค์ประกอบของอาหารสัตว์ ขนาดอนุภาค และปัจจัยอื่นๆ ที่เกี่ยวข้องกับกระบวนการบด (51) กิจกรรมต้านจุลชีพของกรดยังขึ้นอยู่กับอุณหภูมิด้วย และอุณหภูมิที่สูงขึ้นในที่ที่มีกรดอินทรีย์อาจมีผลยับยั้งแบบเสริมฤทธิ์กันต่อเชื้อ Salmonella ดังที่สังเกตได้ในวัฒนธรรมของเหลวของเชื้อ Salmonella (124, 125) การศึกษาวิจัยหลายชิ้นเกี่ยวกับอาหารสัตว์ที่ปนเปื้อนเชื้อ Salmonella สนับสนุนแนวคิดที่ว่าอุณหภูมิที่สูงขึ้นจะเพิ่มประสิทธิภาพของกรดในเมทริกซ์อาหารสัตว์ (106, 113, 126) Amado et al. (127) ใช้การออกแบบคอมโพสิตกลางเพื่อศึกษาปฏิสัมพันธ์ระหว่างอุณหภูมิและกรด (กรดฟอร์มิกหรือกรดแลคติก) ในเชื้อ Salmonella enterica และ Escherichia coli จำนวน 10 สายพันธุ์ที่แยกได้จากอาหารสัตว์ชนิดต่างๆ และนำไปเพาะเลี้ยงในเม็ดอาหารสัตว์ที่เป็นกรด พวกเขาสรุปว่าความร้อนเป็นปัจจัยหลักที่มีอิทธิพลต่อการลดจำนวนจุลินทรีย์ ร่วมกับกรดและชนิดของแบคทีเรียที่แยกได้ ผลเสริมฤทธิ์กับกรดยังคงมีอิทธิพลเหนือกว่า ดังนั้นจึงสามารถใช้อุณหภูมิและความเข้มข้นของกรดที่ต่ำกว่าได้ อย่างไรก็ตาม พวกเขายังตั้งข้อสังเกตว่าผลเสริมฤทธิ์ไม่ได้เกิดขึ้นเสมอไปเมื่อใช้กรดฟอร์มิก ทำให้พวกเขาตั้งข้อสงสัยว่าการระเหยของกรดฟอร์มิกที่อุณหภูมิสูงขึ้นหรือผลการบัฟเฟอร์ของส่วนประกอบเมทริกซ์อาหารสัตว์อาจเป็นปัจจัยหนึ่ง
การจำกัดอายุการเก็บรักษาอาหารสัตว์ก่อนนำไปให้สัตว์กินเป็นวิธีหนึ่งในการควบคุมการนำเชื้อโรคที่ก่อให้เกิดโรคจากอาหารเข้าสู่ร่างกายสัตว์ในระหว่างการให้อาหาร อย่างไรก็ตาม เมื่อกรดในอาหารสัตว์เข้าสู่ระบบทางเดินอาหารแล้ว กรดนั้นอาจยังคงออกฤทธิ์ต้านจุลชีพต่อไปได้ ฤทธิ์ต้านจุลชีพของสารที่เป็นกรดที่ได้รับจากภายนอกในระบบทางเดินอาหารอาจขึ้นอยู่กับปัจจัยหลายประการ รวมถึงความเข้มข้นของกรดในกระเพาะอาหาร ตำแหน่งที่เกิดปฏิกิริยาในระบบทางเดินอาหาร ค่า pH และปริมาณออกซิเจนในระบบทางเดินอาหาร อายุของสัตว์ และองค์ประกอบสัมพัทธ์ของประชากรจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหาร (ซึ่งขึ้นอยู่กับตำแหน่งของระบบทางเดินอาหารและวุฒิภาวะของสัตว์) (21, 24, 128–132) นอกจากนี้ ประชากรจุลินทรีย์แบบไม่ใช้ออกซิเจนที่อาศัยอยู่ในระบบทางเดินอาหาร (ซึ่งจะกลายเป็นกลุ่มเด่นในระบบทางเดินอาหารส่วนล่างของสัตว์กระเพาะเดี่ยวเมื่อโตเต็มวัย) ยังผลิตกรดอินทรีย์อย่างแข็งขันผ่านกระบวนการหมัก ซึ่งอาจมีผลต่อต้านเชื้อก่อโรคชั่วคราวที่เข้าสู่ระบบทางเดินอาหารได้เช่นกัน (17, 19–21)
งานวิจัยในช่วงแรกส่วนใหญ่มุ่งเน้นไปที่การใช้กรดอินทรีย์ รวมถึงฟอร์เมต เพื่อจำกัดเชื้อ Salmonella ในระบบทางเดินอาหารของสัตว์ปีก ซึ่งได้มีการกล่าวถึงรายละเอียดไว้ในบทวิจารณ์หลายฉบับ (12, 20, 21) เมื่อพิจารณางานวิจัยเหล่านี้ร่วมกัน จะสามารถสรุปข้อสังเกตที่สำคัญได้หลายประการ McHan และ Shotts (133) รายงานว่าการให้อาหารที่มีกรดฟอร์มิกและกรดโพรพิโอนิกช่วยลดระดับของ Salmonella Typhimurium ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นของไก่ที่ติดเชื้อแบคทีเรีย และได้ทำการวัดปริมาณที่อายุ 7, 14 และ 21 วัน อย่างไรก็ตาม เมื่อ Hume et al. (128) ตรวจสอบโพรพิโอเนตที่ติดฉลาก C-14 พวกเขาสรุปว่าโพรพิโอเนตในอาหารอาจไปถึงลำไส้ใหญ่ส่วนต้นได้น้อยมาก ยังคงต้องพิจารณาว่าข้อเท็จจริงนี้เป็นจริงสำหรับกรดฟอร์มิกด้วยหรือไม่ อย่างไรก็ตาม เมื่อเร็วๆ นี้ Bourassa et al. (134) รายงานว่าการให้อาหารกรดฟอร์มิกและกรดโพรพิโอนิกช่วยลดระดับของ Salmonella Typhimurium ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นของไก่ที่ฉีดเชื้อแบคทีเรีย ซึ่งวัดปริมาณที่อายุ 7, 14 และ 21 วัน (132) สังเกตว่าการให้อาหารกรดฟอร์มิกในปริมาณ 4 กรัมต่อตันแก่ไก่เนื้อในช่วงระยะเวลาการเจริญเติบโต 6 สัปดาห์ ช่วยลดความเข้มข้นของ S. Typhimurium ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นลงต่ำกว่าระดับการตรวจจับ
การมีกรดฟอร์มิกในอาหารอาจส่งผลต่อส่วนอื่นๆ ของระบบทางเดินอาหารของสัตว์ปีก อัล-ทาราซีและอัลชาวับเคห์ (134) แสดงให้เห็นว่าส่วนผสมของกรดฟอร์มิกและกรดโพรพิโอนิกสามารถลดการปนเปื้อนของ Salmonella pullorum (S. PRlorum) ในกระเพาะพักและลำไส้ใหญ่ส่วนต้นได้ ทอมป์สันและฮินตัน (129) สังเกตว่าส่วนผสมของกรดฟอร์มิกและกรดโพรพิโอนิกที่มีจำหน่ายในเชิงพาณิชย์ช่วยเพิ่มความเข้มข้นของกรดทั้งสองชนิดในกระเพาะพักและกระเพาะบด และมีฤทธิ์ฆ่าเชื้อแบคทีเรีย Salmonella Enteritidis PT4 ในแบบจำลองในหลอดทดลองภายใต้สภาวะการเลี้ยงที่เหมาะสม แนวคิดนี้ได้รับการสนับสนุนจากข้อมูลในร่างกายจากเบิร์ดและคณะ (135) ที่เติมกรดฟอร์มิกในน้ำดื่มของไก่เนื้อในช่วงอดอาหารจำลองก่อนการขนส่ง ซึ่งคล้ายกับการอดอาหารของไก่เนื้อก่อนการขนส่งไปยังโรงงานแปรรูปสัตว์ปีก การเติมกรดฟอร์มิกในน้ำดื่มส่งผลให้จำนวนเชื้อ S. Typhimurium ในกระเพาะอาหารและท่ออสุจิลดลง และความถี่ของการตรวจพบเชื้อ S. Typhimurium ในกระเพาะอาหารลดลง แต่จำนวนการตรวจพบเชื้อในท่ออสุจิไม่ลดลง (135) การพัฒนาระบบนำส่งที่สามารถปกป้องกรดอินทรีย์ในขณะที่ยังออกฤทธิ์อยู่ในระบบทางเดินอาหารส่วนล่างอาจช่วยเพิ่มประสิทธิภาพได้ ตัวอย่างเช่น การห่อหุ้มกรดฟอร์มิกด้วยไมโครแคปซูลและการเติมลงในอาหารสัตว์แสดงให้เห็นว่าสามารถลดจำนวนเชื้อ Salmonella Enteritidis ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นได้ (136) อย่างไรก็ตาม ผลลัพธ์อาจแตกต่างกันไปขึ้นอยู่กับชนิดของสัตว์ ตัวอย่างเช่น Walia et al. (137) ไม่พบการลดลงของเชื้อ Salmonella ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นหรือต่อมน้ำเหลืองของลูกหมูอายุ 28 วันที่ได้รับอาหารผสมกรดฟอร์มิก กรดซิตริก และแคปซูลน้ำมันหอมระเหย และถึงแม้ว่าการขับถ่ายเชื้อ Salmonella ในอุจจาระจะลดลงในวันที่ 14 แต่ก็ไม่ลดลงในวันที่ 28 พวกเขาแสดงให้เห็นว่าการแพร่กระจายเชื้อ Salmonella ในแนวนอนระหว่างหมูถูกป้องกัน
แม้ว่าการศึกษาเกี่ยวกับกรดฟอร์มิกในฐานะสารต้านจุลชีพในการเลี้ยงสัตว์ส่วนใหญ่จะมุ่งเน้นไปที่เชื้อ Salmonella ที่ปนเปื้อนในอาหาร แต่ก็มีการศึกษาบางส่วนที่มุ่งเป้าไปที่เชื้อก่อโรคในระบบทางเดินอาหารอื่นๆ ด้วย การศึกษาในหลอดทดลองโดย Kovanda et al. (68) ชี้ให้เห็นว่ากรดฟอร์มิกอาจมีประสิทธิภาพต่อเชื้อก่อโรคในระบบทางเดินอาหารที่ปนเปื้อนในอาหารอื่นๆ รวมถึง Escherichia coli และ Campylobacter jejuni การศึกษาในอดีตแสดงให้เห็นว่ากรดอินทรีย์ (เช่น กรดแลคติก) และสารผสมเชิงพาณิชย์ที่มีกรดฟอร์มิกเป็นส่วนประกอบสามารถลดระดับ Campylobacter ในสัตว์ปีกได้ (135, 138) อย่างไรก็ตาม ดังที่ Beyer et al. (67) ได้กล่าวไว้ก่อนหน้านี้ การใช้กรดฟอร์มิกเป็นสารต้านจุลชีพต่อ Campylobacter อาจต้องใช้ความระมัดระวัง ข้อค้นพบนี้เป็นปัญหาอย่างยิ่งสำหรับการเสริมอาหารในสัตว์ปีก เนื่องจากกรดฟอร์มิกเป็นแหล่งพลังงานหลักในการหายใจของ C. jejuni นอกจากนี้ ยังเชื่อกันว่าส่วนหนึ่งของแหล่งอาศัยในระบบทางเดินอาหารของเชื้อนี้เกิดจากการแลกเปลี่ยนสารอาหารกับผลิตภัณฑ์จากการหมักกรดผสมที่ผลิตโดยแบคทีเรียในระบบทางเดินอาหาร เช่น ฟอร์เมต (139) มุมมองนี้มีพื้นฐานอยู่บ้าง เนื่องจากฟอร์เมตเป็นสารดึงดูดทางเคมีสำหรับ C. jejuni ดังนั้น สายพันธุ์กลายพันธุ์คู่ที่มีข้อบกพร่องทั้งในฟอร์เมตดีไฮโดรจีเนสและไฮโดรจีเนสจึงมีอัตราการตั้งรกรากในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นของไก่เนื้อลดลงเมื่อเทียบกับสายพันธุ์ C. jejuni ชนิดปกติ (140, 141) ยังไม่ชัดเจนว่าการเสริมกรดฟอร์มิกจากภายนอกส่งผลต่อการตั้งรกรากในระบบทางเดินอาหารของ C. jejuni ในไก่มากน้อยเพียงใด ความเข้มข้นของฟอร์เมตในระบบทางเดินอาหารที่แท้จริงอาจต่ำกว่าเนื่องจากการสลายฟอร์เมตโดยแบคทีเรียในระบบทางเดินอาหารอื่นๆ หรือการดูดซึมฟอร์เมตในระบบทางเดินอาหารส่วนบน ดังนั้นตัวแปรหลายอย่างอาจส่งผลต่อเรื่องนี้ นอกจากนี้ ฟอร์เมตยังเป็นผลิตภัณฑ์จากการหมักที่อาจเกิดขึ้นได้จากแบคทีเรียในระบบทางเดินอาหารบางชนิด ซึ่งอาจส่งผลต่อระดับฟอร์เมตรวมในระบบทางเดินอาหาร การหาปริมาณฟอร์เมตในสารคัดหลั่งในระบบทางเดินอาหารและการระบุยีนฟอร์เมตดีไฮโดรจีเนสโดยใช้เมตาจีโนมิกส์อาจช่วยให้เข้าใจแง่มุมบางประการเกี่ยวกับระบบนิเวศของจุลินทรีย์ที่ผลิตฟอร์เมตได้
Roth และคณะ (142) เปรียบเทียบผลของการให้อาหารไก่เนื้อด้วยยาปฏิชีวนะเอนโรฟลอกซาซินหรือส่วนผสมของกรดฟอร์มิก กรดอะซิติก และกรดโพรพิโอนิก ต่อการแพร่กระจายของเชื้อ Escherichia coli ที่ดื้อยาปฏิชีวนะ นับจำนวนเชื้อ E. coli ทั้งหมดและเชื้อ E. coli ที่ดื้อยาปฏิชีวนะในตัวอย่างอุจจาระรวมจากไก่เนื้ออายุ 1 วัน และในตัวอย่างเนื้อหาในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นจากไก่เนื้ออายุ 14 และ 38 วัน ทดสอบเชื้อ E. coli ที่แยกได้เพื่อหาความต้านทานต่อแอมพิซิลลิน เซโฟแทกซิม ซิโปรฟลอกซาซิน สเตรปโตมัยซิน ซัลฟาเมทอกซาโซล และเตตราไซคลิน ตามจุดตัดที่กำหนดไว้ก่อนหน้านี้สำหรับยาปฏิชีวนะแต่ละชนิด เมื่อทำการวัดปริมาณและลักษณะเฉพาะของประชากร E. coli ที่เกี่ยวข้องแล้ว พบว่าทั้งเอนโรฟลอกซาซินและการเสริมกรดผสมไม่ได้เปลี่ยนแปลงจำนวนรวมของ E. coli ที่แยกได้จากลำไส้ใหญ่ส่วนต้นของลูกไก่เนื้ออายุ 17 และ 28 วัน ไก่ที่ได้รับอาหารเสริมเอนโรฟลอกซาซินมีระดับ E. coli ที่ดื้อต่อซิโปรฟลอกซาซิน สเตรปโตมัยซิน ซัลฟาเมทอกซาโซล และเตตราไซคลินเพิ่มขึ้น และมีระดับ E. coli ที่ดื้อต่อเซโฟแทกซิมลดลงในลำไส้ใหญ่ส่วนต้น ไก่ที่ได้รับกรดผสมมีจำนวน E. coli ที่ดื้อต่อแอมพิซิลลินและเตตราไซคลินลดลงในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นเมื่อเทียบกับกลุ่มควบคุมและไก่ที่ได้รับเอนโรฟลอกซาซินเสริม ไก่ที่ได้รับกรดผสมยังมีจำนวน E. coli ที่ดื้อต่อซิโปรฟลอกซาซินและซัลฟาเมทอกซาโซลลดลงในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นเมื่อเทียบกับไก่ที่ได้รับเอนโรฟลอกซาซิน กลไกที่กรดลดจำนวน E. coli ที่ดื้อยาปฏิชีวนะโดยไม่ลดจำนวน E. coli ทั้งหมดนั้นยังไม่ชัดเจน อย่างไรก็ตาม ผลการศึกษาของ Roth et al. สอดคล้องกับผลการศึกษาของกลุ่ม enrofloxacin (142) นี่อาจเป็นข้อบ่งชี้ถึงการลดการแพร่กระจายของยีนต้านทานยาปฏิชีวนะใน E. coli เช่น สารยับยั้งที่เชื่อมโยงกับพลาสมิดที่อธิบายโดย Cabezon et al. (143) การวิเคราะห์เชิงลึกเพิ่มเติมเกี่ยวกับการต้านทานยาปฏิชีวนะที่เกิดจากพลาสมิดในประชากรทางเดินอาหารของสัตว์ปีกในที่ที่มีสารเติมแต่งอาหาร เช่น กรดฟอร์มิก และปรับปรุงการวิเคราะห์นี้ให้ดียิ่งขึ้นโดยการประเมิน resistome ในทางเดินอาหารจะเป็นเรื่องที่น่าสนใจ
การพัฒนาสารเสริมอาหารต้านจุลชีพที่เหมาะสมเพื่อต่อต้านเชื้อก่อโรคควรมีผลกระทบต่อจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารโดยรวมให้น้อยที่สุด โดยเฉพาะอย่างยิ่งจุลินทรีย์ที่ถือว่ามีประโยชน์ต่อโฮสต์ อย่างไรก็ตาม กรดอินทรีย์ที่ให้จากภายนอกอาจส่งผลเสียต่อจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารและอาจลดคุณสมบัติในการป้องกันเชื้อก่อโรคได้ในระดับหนึ่ง ตัวอย่างเช่น Thompson และ Hinton (129) สังเกตเห็นระดับกรดแลคติกในกระเพาะอาหารของไก่ไข่ที่กินส่วนผสมของกรดฟอร์มิกและกรดโพรพิโอนิกลดลง ซึ่งบ่งชี้ว่าการมีกรดอินทรีย์จากภายนอกเหล่านี้ในกระเพาะอาหารส่งผลให้แลคโตบาซิลลัสในกระเพาะอาหารลดลง แลคโตบาซิลลัสในกระเพาะอาหารถือเป็นเกราะป้องกันเชื้อ Salmonella ดังนั้นการรบกวนจุลินทรีย์ในกระเพาะอาหารนี้อาจเป็นอันตรายต่อการลดการแพร่กระจายของเชื้อ Salmonella ในระบบทางเดินอาหาร (144) Açıkgöz และคณะพบว่าผลกระทบต่อระบบทางเดินอาหารส่วนล่างของนกอาจต่ำกว่า (145) ไม่พบความแตกต่างในจุลินทรีย์ในลำไส้ทั้งหมดหรือจำนวน Escherichia coli ในไก่เนื้ออายุ 42 วันที่ดื่มน้ำที่เป็นกรดด้วยกรดฟอร์มิก ผู้เขียนแนะนำว่านี่อาจเป็นเพราะฟอร์เมตถูกเผาผลาญในระบบทางเดินอาหารส่วนบน ดังที่นักวิจัยคนอื่นๆ ได้สังเกตไว้แล้วจากการให้กรดไขมันสายสั้น (SCFA) จากภายนอก (128, 129)
การปกป้องกรดฟอร์มิกด้วยวิธีการห่อหุ้มบางรูปแบบอาจช่วยให้กรดฟอร์มิกเข้าถึงระบบทางเดินอาหารส่วนล่างได้ (146) พบว่ากรดฟอร์มิกที่ถูกห่อหุ้มด้วยไมโครแคปซูลช่วยเพิ่มปริมาณกรดไขมันสายสั้น (SCFA) ทั้งหมดในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นของสุกรได้อย่างมีนัยสำคัญ เมื่อเทียบกับสุกรที่ได้รับกรดฟอร์มิกที่ไม่ได้รับการปกป้อง ผลลัพธ์นี้ทำให้ผู้เขียนเสนอแนะว่ากรดฟอร์มิกอาจเข้าถึงระบบทางเดินอาหารส่วนล่างได้อย่างมีประสิทธิภาพหากได้รับการปกป้องอย่างเหมาะสม อย่างไรก็ตาม พารามิเตอร์อื่นๆ อีกหลายอย่าง เช่น ความเข้มข้นของฟอร์เมตและแลคเตต แม้ว่าจะสูงกว่าในสุกรที่ได้รับอาหารควบคุม แต่ก็ไม่มีความแตกต่างทางสถิติจากสุกรที่ได้รับอาหารที่มีฟอร์เมตที่ไม่ได้รับการปกป้อง แม้ว่าสุกรที่ได้รับกรดฟอร์มิกทั้งแบบที่ไม่ได้รับการปกป้องและแบบที่ได้รับการปกป้องจะแสดงให้เห็นว่ากรดแลคติกเพิ่มขึ้นเกือบสามเท่า แต่จำนวนแลคโตบาซิลลัสก็ไม่เปลี่ยนแปลงไปตามการรักษาทั้งสองแบบ ความแตกต่างอาจเด่นชัดยิ่งขึ้นสำหรับจุลินทรีย์ที่สร้างกรดแลคติกชนิดอื่นในลำไส้ใหญ่ส่วนต้น (1) ซึ่งตรวจไม่พบด้วยวิธีการเหล่านี้ และ/หรือ (2) ซึ่งกิจกรรมการเผาผลาญได้รับผลกระทบ ส่งผลให้รูปแบบการหมักเปลี่ยนแปลงไป ทำให้แลคโตบาซิลลัสที่อาศัยอยู่ผลิตกรดแลคติกมากขึ้น
เพื่อศึกษาผลกระทบของสารเติมแต่งอาหารต่อระบบทางเดินอาหารของสัตว์เลี้ยงในฟาร์มให้แม่นยำยิ่งขึ้น จำเป็นต้องมีวิธีการระบุจุลินทรีย์ที่มีความละเอียดสูงขึ้น ในช่วงไม่กี่ปีที่ผ่านมา การจัดลำดับจีโนมรุ่นใหม่ (NGS) ของยีน 16S RNA ได้ถูกนำมาใช้เพื่อระบุกลุ่มจุลินทรีย์และเปรียบเทียบความหลากหลายของชุมชนจุลินทรีย์ (147) ซึ่งทำให้เข้าใจปฏิสัมพันธ์ระหว่างสารเติมแต่งอาหารและจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารของสัตว์ที่ใช้เป็นอาหาร เช่น สัตว์ปีก ได้ดียิ่งขึ้น
การศึกษาหลายชิ้นได้ใช้การจัดลำดับไมโครไบโอมเพื่อประเมินการตอบสนองของไมโครไบโอมในระบบทางเดินอาหารของไก่ต่อการเสริมฟอร์เมต Oakley et al. (148) ได้ทำการศึกษาในไก่เนื้ออายุ 42 วัน โดยเสริมด้วยกรดฟอร์มิก กรดโพรพิโอนิก และกรดไขมันสายกลางในรูปแบบต่างๆ ในน้ำดื่มหรืออาหาร ไก่ที่ได้รับการสร้างภูมิคุ้มกันแล้วถูกทดสอบด้วยเชื้อ Salmonella typhimurium สายพันธุ์ที่ดื้อต่อกรดนาลิดิกซิก และนำลำไส้ใหญ่ส่วนต้นออกเมื่ออายุ 0, 7, 21 และ 42 วัน ตัวอย่างลำไส้ใหญ่ส่วนต้นถูกเตรียมสำหรับการจัดลำดับแบบไพโรซีเควนซิง 454 และผลการจัดลำดับถูกประเมินเพื่อการจำแนกประเภทและการเปรียบเทียบความคล้ายคลึงกัน โดยรวมแล้ว การรักษาไม่ได้ส่งผลกระทบอย่างมีนัยสำคัญต่อไมโครไบโอมในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นหรือระดับของ S. Typhimurium อย่างไรก็ตาม อัตราการตรวจพบ Salmonella โดยรวมลดลงเมื่อไก่มีอายุมากขึ้น ซึ่งได้รับการยืนยันโดยการวิเคราะห์ทางอนุกรมวิธานของไมโครไบโอม และความอุดมสมบูรณ์สัมพัทธ์ของลำดับ Salmonella ก็ลดลงเมื่อเวลาผ่านไป ผู้เขียนตั้งข้อสังเกตว่าเมื่อไก่เนื้อมีอายุมากขึ้น ความหลากหลายของประชากรจุลินทรีย์ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นก็เพิ่มขึ้น โดยพบการเปลี่ยนแปลงที่สำคัญที่สุดในจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารในทุกกลุ่มทดลอง ในการศึกษาล่าสุด Hu et al. (149) ได้เปรียบเทียบผลของการดื่มน้ำและการให้อาหารเสริมด้วยส่วนผสมของกรดอินทรีย์ (กรดฟอร์มิก กรดอะซิติก กรดโพรพิโอนิก และแอมโมเนียมฟอร์เมต) และเวอร์จิเนียไมซินต่อตัวอย่างจุลินทรีย์ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นของไก่เนื้อที่เก็บรวบรวมในสองช่วงอายุ (1–21 วัน และ 22–42 วัน) แม้ว่าจะพบความแตกต่างในความหลากหลายของจุลินทรีย์ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นระหว่างกลุ่มทดลองเมื่ออายุ 21 วัน แต่ก็ไม่พบความแตกต่างในความหลากหลายของแบคทีเรีย α หรือ β เมื่ออายุ 42 วัน เมื่อพิจารณาจากการขาดความแตกต่างเมื่ออายุ 42 วัน ผู้เขียนจึงตั้งสมมติฐานว่าข้อได้เปรียบในการเจริญเติบโตอาจเกิดจากการสร้างจุลินทรีย์ที่มีความหลากหลายอย่างเหมาะสมตั้งแต่เนิ่นๆ
การวิเคราะห์ไมโครไบโอมโดยมุ่งเน้นเฉพาะชุมชนจุลินทรีย์ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นอาจไม่สะท้อนถึงตำแหน่งในระบบทางเดินอาหารที่ได้รับผลกระทบจากกรดอินทรีย์ในอาหารมากที่สุด ไมโครไบโอมในระบบทางเดินอาหารส่วนบนของไก่เนื้ออาจมีความไวต่อผลกระทบของกรดอินทรีย์ในอาหารมากกว่า ดังที่ผลการศึกษาของ Hume et al. (128) แนะนำไว้ Hume et al. (128) แสดงให้เห็นว่าโพรพิโอเนตที่เติมเข้าไปจากภายนอกส่วนใหญ่ถูกดูดซึมในระบบทางเดินอาหารส่วนบนของไก่ การศึกษาล่าสุดเกี่ยวกับการจำแนกลักษณะของจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารก็สนับสนุนมุมมองนี้เช่นกัน Nava et al. (150) แสดงให้เห็นว่าการผสมผสานของกรดอินทรีย์ [DL-2-hydroxy-4(methylthio)butyric acid], กรดฟอร์มิก และกรดโพรพิโอนิก (HFP) ส่งผลต่อจุลินทรีย์ในลำไส้และเพิ่มการตั้งรกรากของ Lactobacillus ในลำไส้เล็กส่วนปลายของไก่ เมื่อเร็วๆ นี้ Goodarzi Borojeni และคณะ (150) ได้แสดงให้เห็นว่าการผสมผสานของกรดอินทรีย์ [DL-2-hydroxy-4(methylthio)butyric acid], กรดฟอร์มิก และกรดโพรพิโอนิก (HFP) ส่งผลต่อจุลินทรีย์ในลำไส้และเพิ่มการตั้งรกรากของ Lactobacillus ในลำไส้เล็กส่วนปลายของไก่ (151) ศึกษาการให้อาหารไก่เนื้อด้วยส่วนผสมของกรดฟอร์มิกและกรดโพรพิโอนิกในสองความเข้มข้น (0.75% และ 1.50%) เป็นเวลา 35 วัน เมื่อสิ้นสุดการทดลอง ได้ทำการนำกระเพาะพักอาหาร กระเพาะอาหาร ลำไส้เล็กส่วนปลายสองในสาม และลำไส้ใหญ่ส่วนต้นออกมา และเก็บตัวอย่างเพื่อวิเคราะห์เชิงปริมาณของจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารและเมตาบอไลต์เฉพาะโดยใช้ RT-PCR ในการเพาะเลี้ยง ความเข้มข้นของกรดอินทรีย์ไม่มีผลต่อปริมาณของ Lactobacillus หรือ Bifidobacterium แต่เพิ่มจำนวนประชากรของ Clostridium ในลำไส้เล็กส่วนปลาย การเปลี่ยนแปลงเพียงอย่างเดียวคือการลดลงของ Lactobacillus และ Enterobacter ในขณะที่ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้น จุลินทรีย์เหล่านี้ยังคงไม่เปลี่ยนแปลง (151) ที่ความเข้มข้นสูงสุดของการเสริมกรดอินทรีย์ ความเข้มข้นของกรดแลคติกทั้งหมด (D และ L) ลดลงในกระเพาะพักอาหาร ความเข้มข้นของกรดอินทรีย์ทั้งสองชนิดลดลงในกระเพาะบด และความเข้มข้นของกรดอินทรีย์ลดลงในลำไส้ใหญ่ส่วนต้น ไม่มีการเปลี่ยนแปลงในลำไส้เล็กส่วนปลาย สำหรับกรดไขมันสายสั้น (SCFAs) การเปลี่ยนแปลงเพียงอย่างเดียวในกระเพาะพักอาหารและกระเพาะบดของนกที่ได้รับกรดอินทรีย์คือระดับของโพรพิโอเนต นกที่ได้รับกรดอินทรีย์ในความเข้มข้นต่ำแสดงให้เห็นการเพิ่มขึ้นของโพรพิโอเนตในกระเพาะพักอาหารเกือบสิบเท่า ในขณะที่นกที่ได้รับกรดอินทรีย์สองความเข้มข้นแสดงให้เห็นการเพิ่มขึ้นของโพรพิโอเนตในกระเพาะบดแปดเท่าและสิบห้าเท่าตามลำดับ การเพิ่มขึ้นของอะซิเตตในลำไส้เล็กส่วนปลายนั้นน้อยกว่าสองเท่า โดยรวมแล้ว ข้อมูลเหล่านี้สนับสนุนมุมมองที่ว่า ผลกระทบส่วนใหญ่ของการใช้กรดอินทรีย์จากภายนอกนั้นปรากฏให้เห็นในผลผลิต ในขณะที่กรดอินทรีย์มีผลกระทบเพียงเล็กน้อยต่อชุมชนจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารส่วนล่าง ซึ่งบ่งชี้ว่ารูปแบบการหมักของจุลินทรีย์ประจำถิ่นในระบบทางเดินอาหารส่วนบนอาจมีการเปลี่ยนแปลงไป
เห็นได้ชัดว่า จำเป็นต้องมีการศึกษาลักษณะเฉพาะของไมโครไบโอมอย่างละเอียดมากขึ้น เพื่อให้เข้าใจถึงการตอบสนองของจุลินทรีย์ต่อฟอร์เมตตลอดทางเดินอาหารได้อย่างครบถ้วน การวิเคราะห์เชิงลึกเกี่ยวกับอนุกรมวิธานของจุลินทรีย์ในส่วนต่างๆ ของทางเดินอาหาร โดยเฉพาะส่วนบน เช่น กระเพาะพักอาหาร อาจให้ข้อมูลเชิงลึกเพิ่มเติมเกี่ยวกับการคัดเลือกกลุ่มจุลินทรีย์บางกลุ่ม กิจกรรมทางเมตาบอลิซึมและเอนไซม์ของพวกมันอาจเป็นตัวกำหนดว่าพวกมันมีความสัมพันธ์ที่เป็นปฏิปักษ์กับเชื้อโรคที่เข้าสู่ทางเดินอาหารหรือไม่ นอกจากนี้ยังน่าสนใจที่จะทำการวิเคราะห์เมตาจีโนมิกส์เพื่อตรวจสอบว่าการสัมผัสกับสารเคมีที่เป็นกรดในระหว่างช่วงชีวิตของนกส่งผลให้เกิดการคัดเลือกแบคทีเรียประจำถิ่นที่ "ทนต่อกรด" มากขึ้นหรือไม่ และการมีอยู่และ/หรือกิจกรรมทางเมตาบอลิซึมของแบคทีเรียเหล่านี้จะเป็นอุปสรรคเพิ่มเติมต่อการตั้งรกรากของเชื้อโรคหรือไม่
กรดฟอร์มิกถูกนำมาใช้เป็นสารเคมีเติมแต่งในอาหารสัตว์และเป็นสารปรับสภาพความเป็นกรดในไซเลจมานานหลายปีแล้ว หนึ่งในประโยชน์หลักคือฤทธิ์ต้านจุลชีพเพื่อจำกัดจำนวนเชื้อก่อโรคในอาหารสัตว์และการเจริญเติบโตของเชื้อเหล่านั้นในระบบทางเดินอาหารของสัตว์ปีก การศึกษาในหลอดทดลองแสดงให้เห็นว่ากรดฟอร์มิกเป็นสารต้านจุลชีพที่มีประสิทธิภาพค่อนข้างดีต่อเชื้อซัลโมเนลลาและเชื้อก่อโรคอื่นๆ อย่างไรก็ตาม การใช้กรดฟอร์มิกในอาหารสัตว์อาจถูกจำกัดด้วยปริมาณสารอินทรีย์ในส่วนผสมอาหารสัตว์และศักยภาพในการบัฟเฟอร์ กรดฟอร์มิกดูเหมือนจะมีฤทธิ์ต้านทานต่อเชื้อซัลโมเนลลาและเชื้อก่อโรคอื่นๆ เมื่อบริโภคผ่านอาหารหรือน้ำดื่ม อย่างไรก็ตาม การต้านทานนี้เกิดขึ้นส่วนใหญ่ในระบบทางเดินอาหารส่วนบน เนื่องจากความเข้มข้นของกรดฟอร์มิกอาจลดลงในระบบทางเดินอาหารส่วนล่าง เช่นเดียวกับกรดโพรพิโอนิก แนวคิดในการปกป้องกรดฟอร์มิกผ่านการห่อหุ้มด้วยแคปซูลเป็นแนวทางที่มีศักยภาพในการส่งกรดไปยังระบบทางเดินอาหารส่วนล่างได้มากขึ้น นอกจากนี้ การศึกษายังแสดงให้เห็นว่าการใช้กรดอินทรีย์ผสมกันมีประสิทธิภาพในการปรับปรุงประสิทธิภาพของสัตว์ปีกมากกว่าการใช้กรดเพียงชนิดเดียว (152) แบคทีเรีย Campylobacter ในทางเดินอาหารอาจตอบสนองต่อฟอร์เมตแตกต่างกัน เนื่องจากสามารถใช้ฟอร์เมตเป็นตัวให้อิเล็กตรอน และฟอร์เมตเป็นแหล่งพลังงานหลักของมัน ยังไม่ชัดเจนว่าการเพิ่มความเข้มข้นของฟอร์เมตในทางเดินอาหารจะเป็นประโยชน์ต่อ Campylobacter หรือไม่ และอาจไม่เกิดขึ้นก็ได้ขึ้นอยู่กับจุลินทรีย์ในทางเดินอาหารอื่นๆ ที่สามารถใช้ฟอร์เมตเป็นสารตั้งต้นได้
จำเป็นต้องมีการศึกษาเพิ่มเติมเพื่อตรวจสอบผลกระทบของกรดฟอร์มิกในระบบทางเดินอาหารต่อจุลินทรีย์ประจำถิ่นในระบบทางเดินอาหารที่ไม่ก่อโรค เราต้องการกำหนดเป้าหมายเฉพาะเชื้อก่อโรคโดยไม่รบกวนจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารที่เป็นประโยชน์ต่อโฮสต์ อย่างไรก็ตาม สิ่งนี้ต้องการการวิเคราะห์เชิงลึกมากขึ้นเกี่ยวกับลำดับของจุลินทรีย์ประจำถิ่นในระบบทางเดินอาหารเหล่านี้ แม้ว่าจะมีงานวิจัยบางชิ้นที่ตีพิมพ์เกี่ยวกับจุลินทรีย์ในลำไส้ใหญ่ส่วนต้นของนกที่ได้รับการรักษาด้วยกรดฟอร์มิก แต่ก็ยังต้องการความสนใจมากขึ้นในชุมชนจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารส่วนบน การระบุจุลินทรีย์และการเปรียบเทียบความคล้ายคลึงกันระหว่างชุมชนจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารในกรณีที่มีหรือไม่มีกรดฟอร์มิกอาจเป็นการอธิบายที่ไม่สมบูรณ์ จำเป็นต้องมีการวิเคราะห์เพิ่มเติม รวมถึงเมตาโบโลมิกส์และเมตาจีโนมิกส์ เพื่อระบุลักษณะความแตกต่างทางหน้าที่ระหว่างกลุ่มที่มีองค์ประกอบคล้ายคลึงกัน การระบุลักษณะดังกล่าวมีความสำคัญอย่างยิ่งต่อการสร้างความสัมพันธ์ระหว่างชุมชนจุลินทรีย์ในระบบทางเดินอาหารและการตอบสนองของนกต่อสารปรับปรุงพันธุ์ที่มีกรดฟอร์มิกเป็นส่วนประกอบ การผสมผสานวิธีการหลายๆ วิธีเพื่อระบุลักษณะการทำงานของระบบทางเดินอาหารได้อย่างแม่นยำยิ่งขึ้น จะช่วยให้สามารถพัฒนากลยุทธ์การเสริมกรดอินทรีย์ที่มีประสิทธิภาพมากขึ้น และท้ายที่สุดจะช่วยปรับปรุงการคาดการณ์สุขภาพและประสิทธิภาพของนกให้อยู่ในระดับที่เหมาะสมที่สุด พร้อมทั้งลดความเสี่ยงด้านความปลอดภัยของอาหารลงได้
SR เขียนบทวิจารณ์นี้โดยได้รับความช่วยเหลือจาก DD และ KR ผู้เขียนทุกท่านมีส่วนร่วมอย่างสำคัญในงานที่นำเสนอในบทวิจารณ์นี้
ผู้เขียนขอประกาศว่า บทความวิจารณ์นี้ได้รับการสนับสนุนทางการเงินจากบริษัท Anitox Corporation เพื่อเริ่มต้นการเขียนและการตีพิมพ์บทความวิจารณ์นี้ ผู้ให้ทุนไม่มีอิทธิพลต่อความคิดเห็นและข้อสรุปที่แสดงไว้ในบทความวิจารณ์นี้ หรือต่อการตัดสินใจตีพิมพ์บทความนี้
ผู้เขียนที่เหลือยืนยันว่าการวิจัยนี้ดำเนินการโดยปราศจากความสัมพันธ์ทางการค้าหรือทางการเงินใดๆ ที่อาจถือได้ว่าเป็นผลประโยชน์ทับซ้อน
ดร. ดีดี ขอขอบคุณการสนับสนุนจากบัณฑิตวิทยาลัย มหาวิทยาลัยอาร์คันซอ ผ่านทุนการสอนดีเด่น ตลอดจนการสนับสนุนอย่างต่อเนื่องจากโครงการชีววิทยาเซลล์และโมเลกุล และภาควิชาวิทยาศาสตร์การอาหาร มหาวิทยาลัยอาร์คันซอ นอกจากนี้ ผู้เขียนขอขอบคุณ Anitox สำหรับการสนับสนุนเบื้องต้นในการเขียนบทความวิจารณ์นี้
1. Dibner JJ, Richards JD. การใช้สารเร่งการเจริญเติบโตจากยาปฏิชีวนะในภาคเกษตรกรรม: ประวัติและกลไกการออกฤทธิ์ Poultry Science (2005) 84:634–43. doi: 10.1093/ps/84.4.634
2. Jones FT, Rick SC. ประวัติการพัฒนาและการเฝ้าระวังสารต้านจุลชีพในอาหารสัตว์ปีก Poultry Science (2003) 82:613–7. doi: 10.1093/ps/82.4.613
3. Broom LJ. ทฤษฎีการยับยั้งการเจริญเติบโตของสารส่งเสริมการเจริญเติบโตจากยาปฏิชีวนะ วารสารวิทยาศาสตร์สัตว์ปีก (2017) 96:3104–5. doi: 10.3382/ps/pex114
4. Sorum H, L'Abe-Lund TM. การดื้อยาปฏิชีวนะในแบคทีเรียที่ก่อให้เกิดโรคจากอาหาร—ผลที่ตามมาจากการหยุดชะงักของเครือข่ายพันธุกรรมแบคทีเรียทั่วโลก วารสารจุลชีววิทยาอาหารนานาชาติ (2002) 78:43–56. doi: 10.1016/S0168-1605(02)00241-6
5. Van Immerseel F, Cauwaerts K, Devriese LA, Heesebroek F, Ducatel R. สารเติมแต่งอาหารเพื่อควบคุมเชื้อ Salmonella ในอาหารสัตว์ World Journal of Poultry Science (2002) 58:501–13. doi: 10.1079/WPS20020036
6. Angulo FJ, Baker NL, Olsen SJ, Anderson A, Barrett TJ. การใช้ยาต้านจุลชีพในภาคเกษตรกรรม: การควบคุมการแพร่กระจายของเชื้อดื้อยาสู่มนุษย์ Seminars in Pediatric Infectious Diseases (2004) 15:78–85. doi: 10.1053/j.spid.2004.01.010
7. Lekshmi M, Ammini P, Kumar S, Varela MF. สภาพแวดล้อมการผลิตอาหารและการวิวัฒนาการของความต้านทานต่อยาต้านจุลชีพในเชื้อก่อโรคในมนุษย์ที่มาจากสัตว์ Microbiology (2017) 5:11. doi: 10.3390/microorganisms5010011
8. Lourenço JM, Seidel DS, Callaway TR. บทที่ 9: ยาปฏิชีวนะและการทำงานของลำไส้: ประวัติและสถานะปัจจุบัน ใน: Ricke SC, บรรณาธิการ การปรับปรุงสุขภาพลำไส้ในสัตว์ปีก เคมบริดจ์: Burley Dodd (2020). หน้า 189–204. DOI: 10.19103/AS2019.0059.10
9. ริค เอสซี. ลำดับที่ 8: สุขอนามัยของอาหาร ใน: Dewulf J, แวน อิมเมอร์ซีล เอฟ, eds. ความปลอดภัยทางชีวภาพในการผลิตสัตว์และสัตวแพทยศาสตร์. เลอเฟิน: ACCO (2017) หน้า 144–76.