ขอบคุณที่เข้าชม nature.com เบราว์เซอร์ที่คุณใช้อยู่มีการรองรับ CSS อย่างจำกัด เพื่อประสบการณ์การใช้งานที่ดีที่สุด เราขอแนะนำให้ใช้เบราว์เซอร์เวอร์ชันล่าสุด (หรือปิดโหมดความเข้ากันได้ใน Internet Explorer) นอกจากนี้ เพื่อให้มั่นใจได้ว่าเว็บไซต์นี้จะได้รับการสนับสนุนอย่างต่อเนื่อง เว็บไซต์นี้จะไม่มีสไตล์หรือ JavaScript
ไฮโดรเจนซัลไฟด์ (H2S) มีผลกระทบทางสรีรวิทยาและพยาธิวิทยาหลายประการต่อร่างกายมนุษย์ โซเดียมไฮโดรซัลไฟด์ (NaHS) ถูกนำมาใช้กันอย่างแพร่หลายในฐานะเครื่องมือทางเภสัชวิทยาเพื่อประเมินผลกระทบของ H2S ในการทดลองทางชีววิทยา แม้ว่าการสูญเสีย H2S จากสารละลาย NaHS จะใช้เวลาเพียงไม่กี่นาที แต่สารละลาย NaHS ก็ถูกนำมาใช้เป็นสารให้ H2S ในน้ำดื่มในการศึกษาในสัตว์บางชนิด งานวิจัยนี้จึงตรวจสอบว่าน้ำดื่มที่มีความเข้มข้นของ NaHS 30 μM ที่เตรียมในขวดสำหรับหนู/เมาส์ สามารถคงสภาพได้นานอย่างน้อย 12-24 ชั่วโมงหรือไม่ ตามที่ผู้เขียนบางท่านแนะนำ เตรียมสารละลาย NaHS (30 μM) ในน้ำดื่มและเทลงในขวดน้ำของหนู/เมาส์ทันที เก็บตัวอย่างจากปลายขวดและภายในขวดน้ำที่เวลา 0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 12 และ 24 ชั่วโมง เพื่อวัดปริมาณซัลไฟด์โดยใช้วิธีเมทิลีนบลู นอกจากนี้ หนูตัวผู้และตัวเมียได้รับการฉีด NaHS (30 μM) เป็นเวลาสองสัปดาห์ และวัดความเข้มข้นของซัลไฟด์ในซีรั่มทุกๆ สองวันในช่วงสัปดาห์แรกและเมื่อสิ้นสุดสัปดาห์ที่สอง สารละลาย NaHS ในตัวอย่างที่ได้จากปลายขวดน้ำไม่เสถียร โดยลดลง 72% และ 75% หลังจาก 12 และ 24 ชั่วโมง ตามลำดับ ในตัวอย่างที่ได้จากด้านในขวดน้ำ การลดลงของ NaHS ไม่มากนักภายใน 2 ชั่วโมง แต่ลดลง 47% และ 72% หลังจาก 12 และ 24 ชั่วโมง ตามลำดับ การฉีด NaHS ไม่มีผลต่อระดับซัลไฟด์ในซีรั่มของหนูตัวผู้และตัวเมีย สรุปได้ว่า สารละลาย NaHS ที่เตรียมจากน้ำดื่มไม่ควรใช้สำหรับการบริจาค H2S เนื่องจากสารละลายไม่เสถียร วิธีการให้ยาแบบนี้จะทำให้สัตว์ได้รับ NaHS ในปริมาณที่ไม่สม่ำเสมอและน้อยกว่าที่คาดไว้
ไฮโดรเจนซัลไฟด์ (H2S) ถูกนำมาใช้เป็นสารพิษตั้งแต่ปี 1700 อย่างไรก็ตาม บทบาทที่เป็นไปได้ของมันในฐานะโมเลกุลส่งสัญญาณทางชีวภาพภายในร่างกายนั้นได้รับการอธิบายโดย Abe และ Kimura ในปี 1996 ตลอดสามทศวรรษที่ผ่านมา หน้าที่ต่างๆ ของ H2S ในระบบต่างๆ ของร่างกายมนุษย์ได้รับการไขกระจ่างมากมาย นำไปสู่การตระหนักว่าโมเลกุลที่ให้ H2S อาจมีประโยชน์ทางการแพทย์ในการรักษาหรือจัดการโรคบางชนิด ดู Chirino และคณะ สำหรับบทวิจารณ์ล่าสุด
โซเดียมไฮโดรซัลไฟด์ (NaHS) ถูกนำมาใช้กันอย่างแพร่หลายในฐานะเครื่องมือทางเภสัชวิทยาเพื่อประเมินผลของ H2S ในการศึกษาเพาะเลี้ยงเซลล์และสัตว์ทดลองหลายครั้ง5,6,7,8 อย่างไรก็ตาม NaHS ไม่ใช่ตัวให้ H2S ที่เหมาะสม เนื่องจากมันถูกเปลี่ยนเป็น H2S/HS- อย่างรวดเร็วในสารละลาย ปนเปื้อนด้วยโพลีซัลไฟด์ได้ง่าย และถูกออกซิไดซ์และระเหยได้ง่าย4,9 ในการทดลองทางชีววิทยาหลายครั้ง NaHS จะถูกละลายในน้ำ ส่งผลให้เกิดการระเหยแบบพาสซีฟและการสูญเสีย H2S10,11,12 การออกซิเดชันของ H2S เองโดยธรรมชาติ11,12,13 และการสลายตัวด้วยแสง14 ซัลไฟด์ในสารละลายเดิมจะสูญเสียไปอย่างรวดเร็วเนื่องจากการระเหยของ H2S11 ในภาชนะเปิด ครึ่งชีวิต (t1/2) ของ H2S อยู่ที่ประมาณ 5 นาที และความเข้มข้นของมันจะลดลงประมาณ 13% ต่อนาที10 แม้ว่าการสูญเสียไฮโดรเจนซัลไฟด์จากสารละลาย NaHS จะใช้เวลาเพียงไม่กี่นาที แต่การศึกษาในสัตว์บางชิ้นได้ใช้สารละลาย NaHS เป็นแหล่งของไฮโดรเจนซัลไฟด์ในน้ำดื่มเป็นเวลา 1–21 สัปดาห์ โดยเปลี่ยนสารละลายที่มี NaHS ทุก 12–24 ชั่วโมง15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 การปฏิบัติเช่นนี้ไม่สอดคล้องกับหลักการของการวิจัยทางวิทยาศาสตร์ เนื่องจากปริมาณยาควรขึ้นอยู่กับการใช้ในสัตว์ชนิดอื่น โดยเฉพาะมนุษย์27
การวิจัยก่อนคลินิกในด้านชีวการแพทย์มีเป้าหมายเพื่อปรับปรุงคุณภาพการดูแลผู้ป่วยหรือผลลัพธ์การรักษา อย่างไรก็ตาม ผลการศึกษาในสัตว์ส่วนใหญ่ยังไม่ได้รับการถ่ายทอดไปยังมนุษย์28,29,30 หนึ่งในสาเหตุของความล้มเหลวในการถ่ายทอดนี้คือการขาดความใส่ใจในคุณภาพเชิงวิธีการของการศึกษาในสัตว์30 ดังนั้น จุดประสงค์ของการศึกษานี้คือเพื่อตรวจสอบว่าสารละลาย NaHS ความเข้มข้น 30 μM ที่เตรียมในขวดน้ำสำหรับหนู/เมาส์สามารถคงสภาพเสถียรในน้ำดื่มได้นาน 12–24 ชั่วโมงหรือไม่ ตามที่กล่าวอ้างหรือแนะนำไว้ในบางการศึกษา
การทดลองทั้งหมดในงานวิจัยนี้ดำเนินการตามแนวทางปฏิบัติที่เผยแพร่สำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลองในอิหร่าน31 รายงานการทดลองทั้งหมดในงานวิจัยนี้ยังปฏิบัติตามแนวทาง ARRIVE32 คณะกรรมการจริยธรรมของสถาบันวิทยาศาสตร์ต่อมไร้ท่อ มหาวิทยาลัยวิทยาศาสตร์การแพทย์ชาฮิด เบเฮชติ ได้อนุมัติขั้นตอนการทดลองทั้งหมดในงานวิจัยนี้
ซิงค์อะซิเตตไดไฮเดรต (CAS: 5970-45-6) และเฟอร์ริกคลอไรด์ปราศจากน้ำ (CAS: 7705-08-0) ซื้อจาก Biochem, Chemopahrama (Cosne-sur-Loire, ฝรั่งเศส) โซเดียมไฮโดรซัลไฟด์ไฮเดรต (CAS: 207683-19-0) และ N,N-ไดเมทิล-พี-ฟีนิลีนไดอะมีน (DMPD) (CAS: 535-47-0) ซื้อจาก Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, สหรัฐอเมริกา) ไอโซฟลูเรนซื้อจาก Piramal (Bethlehem, PA, สหรัฐอเมริกา) กรดไฮโดรคลอริก (HCl) ซื้อจาก Merck (Darmstadt, เยอรมนี)
เตรียมสารละลาย NaHS (30 μM) ในน้ำดื่มและเทลงในขวดน้ำของหนู/หนูทดลองทันที ความเข้มข้นนี้ถูกเลือกโดยอิงจากเอกสารตีพิมพ์จำนวนมากที่ใช้ NaHS เป็นแหล่งของ H2S ดูส่วนการอภิปราย NaHS เป็นโมเลกุลไฮเดรตที่สามารถมีน้ำไฮเดรตในปริมาณที่แตกต่างกัน (เช่น NaHS•xH2O) ตามที่ผู้ผลิตระบุไว้ เปอร์เซ็นต์ของ NaHS ที่ใช้ในการศึกษาของเราคือ 70.7% (เช่น NaHS•1.3 H2O) และเราได้นำค่านี้มาพิจารณาในการคำนวณของเรา โดยเราใช้น้ำหนักโมเลกุล 56.06 g/mol ซึ่งเป็นน้ำหนักโมเลกุลของ NaHS ที่ปราศจากน้ำ น้ำไฮเดรต (หรือเรียกว่าน้ำผลึก) คือโมเลกุลของน้ำที่ประกอบเป็นโครงสร้างผลึก33 ไฮเดรตมีคุณสมบัติทางกายภาพและอุณหพลศาสตร์ที่แตกต่างจากแอนไฮเดรต34
ก่อนเติม NaHS ลงในน้ำดื่ม ให้วัดค่า pH และอุณหภูมิของตัวทำละลาย จากนั้นเทสารละลาย NaHS ลงในขวดน้ำสำหรับหนูทดลองในกรงสัตว์ทันที เก็บตัวอย่างจากปลายหลอดและจากด้านในขวดน้ำที่เวลา 0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 12 และ 24 ชั่วโมง เพื่อวัดปริมาณซัลไฟด์ การวัดซัลไฟด์ทำทันทีหลังจากเก็บตัวอย่างแต่ละครั้ง เราเก็บตัวอย่างจากปลายหลอดเนื่องจากมีงานวิจัยบางชิ้นแสดงให้เห็นว่าขนาดรูพรุนเล็กของหลอดน้ำสามารถลดการระเหยของ H2S ได้15,19 ปัญหานี้ดูเหมือนจะเกิดขึ้นกับสารละลายในขวดด้วยเช่นกัน อย่างไรก็ตาม นี่ไม่ใช่กรณีสำหรับสารละลายในคอขวดน้ำ ซึ่งมีอัตราการระเหยสูงกว่าและเกิดปฏิกิริยาออกซิเดชันเอง อันที่จริง สัตว์ทดลองดื่มน้ำส่วนนี้ก่อน
ในการศึกษาครั้งนี้ใช้หนูวิสตาร์เพศผู้และเพศเมีย หนูถูกเลี้ยงในกรงโพลีโพรพีลีน (2-3 ตัวต่อกรง) ภายใต้สภาวะมาตรฐาน (อุณหภูมิ 21–26 °C ความชื้น 32–40%) โดยมีแสงสว่าง 12 ชั่วโมง (7.00 น. ถึง 19.00 น.) และความมืด 12 ชั่วโมง (19.00 น. ถึง 7.00 น.) หนูสามารถเข้าถึงน้ำประปาได้อย่างอิสระและได้รับอาหารมาตรฐาน (บริษัท Khorak Dam Pars, เตหะราน, อิหร่าน) หนูวิสตาร์เพศเมีย (n=10 น้ำหนักตัว: 190–230 กรัม) และเพศผู้ (n=10 น้ำหนักตัว: 320–370 กรัม) ที่มีอายุเท่ากัน (6 เดือน) ถูกแบ่งออกเป็นกลุ่มควบคุมและกลุ่มที่ได้รับการรักษาด้วย NaHS (30 μM) (n=5 ต่อกลุ่ม) โดยสุ่ม เพื่อกำหนดขนาดตัวอย่าง เราใช้วิธี KISS (Keep It Simple, Stupid) ซึ่งเป็นการผสมผสานประสบการณ์ก่อนหน้าและการวิเคราะห์กำลัง35 เราได้ทำการศึกษานำร่องในหนู 3 ตัวก่อน และกำหนดระดับซัลไฟด์รวมในซีรั่มเฉลี่ยและค่าเบี่ยงเบนมาตรฐาน (8.1 ± 0.81 μM) จากนั้น เมื่อพิจารณาถึงกำลังการทดสอบ 80% และสมมติระดับนัยสำคัญ 5% แบบสองด้าน เราได้กำหนดขนาดตัวอย่างเบื้องต้น (n = 5 ตามวรรณกรรมก่อนหน้า) ที่สอดคล้องกับขนาดผลกระทบมาตรฐาน 2.02 ด้วยค่าที่กำหนดไว้ล่วงหน้าที่ Festing แนะนำสำหรับการคำนวณขนาดตัวอย่างของสัตว์ทดลอง35 หลังจากคูณค่านี้ด้วยค่าเบี่ยงเบนมาตรฐาน (2.02 × 0.81) ขนาดผลกระทบที่ตรวจจับได้ (1.6 μM) คือ 20% ซึ่งยอมรับได้ หมายความว่า n = 5/กลุ่ม เพียงพอที่จะตรวจจับการเปลี่ยนแปลงเฉลี่ย 20% ระหว่างกลุ่ม หนูถูกแบ่งออกเป็นกลุ่มควบคุมและกลุ่มที่ได้รับการรักษาด้วย NaSH แบบสุ่มโดยใช้ฟังก์ชันสุ่มของซอฟต์แวร์ Excel 36 (ภาพประกอบเพิ่มเติมที่ 1) มีการดำเนินการปกปิดข้อมูลในระดับผลลัพธ์ และผู้ทำการวัดทางชีวเคมีไม่ทราบว่าผู้เข้าร่วมการทดลองอยู่ในกลุ่มใด
หนูทดลองกลุ่ม NaHS ทั้งเพศผู้และเพศเมียได้รับการรักษาด้วยสารละลาย NaHS ความเข้มข้น 30 μM ที่เตรียมในน้ำดื่มเป็นเวลา 2 สัปดาห์ โดยเปลี่ยนสารละลายใหม่ทุก 24 ชั่วโมง ในระหว่างนั้นจะทำการวัดน้ำหนักตัว เก็บตัวอย่างเลือดจากปลายหางของหนูทุกตัวภายใต้การดมยาสลบด้วยไอโซฟลูเรนทุกๆ สองวันเมื่อสิ้นสุดสัปดาห์ที่ 1 และ 2 นำตัวอย่างเลือดไปปั่นเหวี่ยงที่ 3000 g เป็นเวลา 10 นาที แยกซีรัมและเก็บไว้ที่ –80°C เพื่อวัดระดับยูเรีย ครีเอตินิน (Cr) และซัลไฟด์รวมในซีรัมต่อไป การหาปริมาณยูเรียในซีรัมใช้วิธีเอนไซม์ยูรีเอส และการหาปริมาณครีเอตินินในซีรัมใช้วิธีโฟโตเมตริก Jaffe โดยใช้ชุดทดสอบสำเร็จรูป (บริษัท Man, เตหะราน, อิหร่าน) และเครื่องวิเคราะห์อัตโนมัติ (Selectra E, หมายเลขซีเรียล 0-2124, เนเธอร์แลนด์) ค่าสัมประสิทธิ์ความแปรปรวนภายในและระหว่างการทดสอบสำหรับยูเรียและ Cr น้อยกว่า 2.5%
วิธีเมทิลีนบลู (MB) ใช้ในการวัดซัลไฟด์ทั้งหมดในน้ำดื่มและซีรั่มที่มี NaHS; MB เป็นวิธีที่ใช้กันอย่างแพร่หลายที่สุดในการวัดซัลไฟด์ในสารละลายปริมาณมากและตัวอย่างทางชีวภาพ11,37 วิธี MB สามารถใช้เพื่อประมาณปริมาณซัลไฟด์ทั้งหมด38 และวัดซัลไฟด์อนินทรีย์ในรูปของ H2S, HS- และ S2 ในเฟสของเหลว39 ในวิธีนี้ ซัลเฟอร์จะตกตะกอนเป็นซิงค์ซัลไฟด์ (ZnS) ในที่ที่มีซิงค์อะซิเตต11,38 การตกตะกอนด้วยซิงค์อะซิเตตเป็นวิธีที่ใช้กันอย่างแพร่หลายที่สุดในการแยกซัลไฟด์ออกจากโครโมฟอร์อื่นๆ11 ZnS จะถูกละลายใหม่โดยใช้ HCl11 ภายใต้สภาวะที่เป็นกรดอย่างรุนแรง ซัลไฟด์ทำปฏิกิริยากับ DMPD ในอัตราส่วนทางเคมี 1:2 ในปฏิกิริยาที่เร่งปฏิกิริยาโดยเฟอร์ริกคลอไรด์ (Fe3+ ทำหน้าที่เป็นสารออกซิไดซ์) เพื่อสร้างสีย้อม MB ซึ่งตรวจพบได้ด้วยสเปกโทรโฟโตเมตรีที่ 670 นาโนเมตร40,41 ขีดจำกัดการตรวจจับของวิธี MB อยู่ที่ประมาณ 1 μM11
ในการศึกษานี้ เติมตัวอย่างแต่ละชนิด (สารละลายหรือซีรั่ม) ปริมาณ 100 μL ลงในหลอดทดลอง จากนั้นเติมซิงค์อะซิเตต (1% w/v ในน้ำกลั่น) ปริมาณ 200 μL, DMPD (20 mM ใน HCl 7.2 M) ปริมาณ 100 μL และ FeCl3 (30 mM ใน HCl 1.2 M) ปริมาณ 133 μL ลงไป นำส่วนผสมไปบ่มที่อุณหภูมิ 37°C ในที่มืดเป็นเวลา 30 นาที จากนั้นนำสารละลายไปปั่นเหวี่ยงที่ 10,000 g เป็นเวลา 10 นาที และวัดค่าการดูดกลืนแสงของสารละลายใสที่ความยาวคลื่น 670 nm โดยใช้เครื่องอ่านไมโครเพลท (BioTek, MQX2000R2, Winooski, VT, USA) ความเข้มข้นของซัลไฟด์ถูกกำหนดโดยใช้กราฟสอบเทียบของ NaHS (0–100 μM) ใน ddH2O (ภาพประกอบเพิ่มเติมที่ 2) สารละลายทั้งหมดที่ใช้ในการวัดนั้นเตรียมขึ้นใหม่ ค่าสัมประสิทธิ์ความแปรปรวนภายในและระหว่างการทดสอบสำหรับการวัดซัลไฟด์อยู่ที่ 2.8% และ 3.4% ตามลำดับ นอกจากนี้ เรายังได้กำหนดปริมาณซัลไฟด์ทั้งหมดที่ได้จากน้ำดื่มและตัวอย่างซีรั่มที่มีโซเดียมไทโอซัลเฟตโดยใช้วิธีตัวอย่างเสริม42 อัตราการฟื้นตัวสำหรับน้ำดื่มและตัวอย่างซีรั่มที่มีโซเดียมไทโอซัลเฟตอยู่ที่ 91 ± 1.1% (n = 6) และ 93 ± 2.4% (n = 6) ตามลำดับ
การวิเคราะห์ทางสถิติทำโดยใช้ซอฟต์แวร์ GraphPad Prism เวอร์ชัน 8.0.2 สำหรับ Windows (GraphPad Software, San Diego, CA, USA, www.graphpad.com) ใช้การทดสอบ t-test แบบจับคู่เพื่อเปรียบเทียบอุณหภูมิและค่า pH ของน้ำดื่มก่อนและหลังการเติม NaHS การสูญเสีย H2S ในสารละลายที่มี NaHS คำนวณเป็นเปอร์เซ็นต์การลดลงจากการดูดซึมพื้นฐาน และเพื่อประเมินว่าการสูญเสียนั้นมีนัยสำคัญทางสถิติหรือไม่ เราทำการวิเคราะห์ความแปรปรวนแบบวัดซ้ำทางเดียว (ANOVA) ตามด้วยการทดสอบเปรียบเทียบหลายคู่ของ Dunnett น้ำหนักตัว ยูเรียในซีรั่ม ครีเอตินีนในซีรั่ม และซัลไฟด์รวมในซีรั่มเมื่อเวลาผ่านไป ถูกเปรียบเทียบระหว่างหนูทดลองกลุ่มควบคุมและกลุ่มที่ได้รับ NaHS ที่มีเพศต่างกัน โดยใช้การวิเคราะห์ความแปรปรวนแบบผสมสองทาง (ระหว่างกลุ่มและภายในกลุ่ม) (ANOVA) ตามด้วยการทดสอบ Bonferroni post hoc ค่า P สองด้าน < 0.05 ถือว่ามีนัยสำคัญทางสถิติ
ค่า pH ของน้ำดื่มอยู่ที่ 7.60 ± 0.01 ก่อนเติม NaHS และ 7.71 ± 0.03 หลังเติม NaHS (n = 13, p = 0.0029) อุณหภูมิของน้ำดื่มอยู่ที่ 26.5 ± 0.2 และลดลงเหลือ 26.2 ± 0.2 หลังเติม NaHS (n = 13, p = 0.0128) เตรียมสารละลาย NaHS ความเข้มข้น 30 μM ในน้ำดื่มและเก็บไว้ในขวดน้ำ สารละลาย NaHS ไม่เสถียรและมีความเข้มข้นลดลงเมื่อเวลาผ่านไป เมื่อสุ่มตัวอย่างจากคอขวดน้ำ พบว่าความเข้มข้นลดลงอย่างมีนัยสำคัญ (68.0%) ภายในชั่วโมงแรก และปริมาณ NaHS ในสารละลายลดลง 72% และ 75% หลังจาก 12 และ 24 ชั่วโมง ตามลำดับ ในตัวอย่างที่ได้จากขวดน้ำ การลดลงของ NaHS ไม่มีความสำคัญมากนักในช่วง 2 ชั่วโมงแรก แต่หลังจาก 12 และ 24 ชั่วโมง ปริมาณ NaHS ลดลง 47% และ 72% ตามลำดับ ข้อมูลเหล่านี้แสดงให้เห็นว่าเปอร์เซ็นต์ของ NaHS ในสารละลาย 30 μM ที่เตรียมในน้ำดื่มลดลงเหลือประมาณหนึ่งในสี่ของค่าเริ่มต้นหลังจาก 24 ชั่วโมง โดยไม่ขึ้นอยู่กับตำแหน่งการเก็บตัวอย่าง (รูปที่ 1)
ความเสถียรของสารละลาย NaHS (30 μM) ในน้ำดื่มในขวดสำหรับหนูทดลอง หลังจากเตรียมสารละลายแล้ว ได้เก็บตัวอย่างจากปลายขวดและภายในขวดน้ำ ข้อมูลแสดงในรูปค่าเฉลี่ย ± ส่วนเบี่ยงเบนมาตรฐาน (n = 6/กลุ่ม) * และ #, P < 0.05 เมื่อเทียบกับเวลา 0 ภาพถ่ายของขวดน้ำแสดงให้เห็นปลายขวด (พร้อมช่องเปิด) และตัวขวด ปริมาตรของปลายขวดประมาณ 740 μL
ความเข้มข้นของ NaHS ในสารละลาย 30 μM ที่เตรียมใหม่คือ 30.3 ± 0.4 μM (ช่วง: 28.7–31.9 μM, n = 12) อย่างไรก็ตาม หลังจาก 24 ชั่วโมง ความเข้มข้นของ NaHS ลดลงเหลือค่าที่ต่ำกว่า (ค่าเฉลี่ย: 3.0 ± 0.6 μM) ดังแสดงในรูปที่ 2 ความเข้มข้นของ NaHS ที่หนูทดลองได้รับนั้นไม่คงที่ตลอดช่วงเวลาการศึกษา
น้ำหนักตัวของหนูเพศเมียเพิ่มขึ้นอย่างมีนัยสำคัญเมื่อเวลาผ่านไป (จาก 205.2 ± 5.2 กรัม เป็น 213.8 ± 7.0 กรัม ในกลุ่มควบคุม และจาก 204.0 ± 8.6 กรัม เป็น 211.8 ± 7.5 กรัม ในกลุ่มที่ได้รับการรักษาด้วย NaHS) อย่างไรก็ตาม การรักษาด้วย NaHS ไม่มีผลต่อน้ำหนักตัว (รูปที่ 3) น้ำหนักตัวของหนูเพศผู้เพิ่มขึ้นอย่างมีนัยสำคัญเมื่อเวลาผ่านไป (จาก 338.6 ± 8.3 กรัม เป็น 352.4 ± 6.0 กรัม ในกลุ่มควบคุม และจาก 352.4 ± 5.9 กรัม เป็น 363.2 ± 4.3 กรัม ในกลุ่มที่ได้รับการรักษาด้วย NaHS) อย่างไรก็ตาม การรักษาด้วย NaHS ไม่มีผลต่อน้ำหนักตัว (รูปที่ 3)
การเปลี่ยนแปลงน้ำหนักตัวในหนูเพศเมียและเพศผู้หลังจากได้รับ NaHS (30 μM) ข้อมูลแสดงในรูปค่าเฉลี่ย ± ค่าเบี่ยงเบนมาตรฐาน และเปรียบเทียบโดยใช้การวิเคราะห์ความแปรปรวนแบบผสมสองทาง (ภายใน-ระหว่างกลุ่ม) ร่วมกับการทดสอบ Bonferroni post hoc n = 5 ของแต่ละเพศในแต่ละกลุ่ม
ระดับความเข้มข้นของยูเรียและครีเอทีนฟอสเฟตในซีรั่มของหนูทดลองกลุ่มควบคุมและกลุ่มที่ได้รับการรักษาด้วย NaSH มีความใกล้เคียงกันตลอดการศึกษา นอกจากนี้ การรักษาด้วย NaSH ไม่มีผลต่อระดับความเข้มข้นของยูเรียและครีเอทีนโครมในซีรั่ม (ตารางที่ 1)
ระดับความเข้มข้นของซัลไฟด์รวมในซีรั่มเริ่มต้นนั้นใกล้เคียงกันระหว่างหนูตัวผู้ (8.1 ± 0.5 μM เทียบกับ 9.3 ± 0.2 μM) และหนูตัวเมีย (9.1 ± 1.0 μM เทียบกับ 6.1 ± 1.1 μM) ในกลุ่มควบคุมและกลุ่มที่ได้รับ NaHS การให้ NaHS เป็นเวลา 14 วันไม่มีผลต่อระดับซัลไฟด์รวมในซีรั่มของหนูทั้งตัวผู้และตัวเมีย (รูปที่ 4)
การเปลี่ยนแปลงความเข้มข้นของซัลไฟด์รวมในซีรั่มของหนูตัวผู้และตัวเมียหลังจากได้รับ NaHS (30 μM) ข้อมูลแสดงในรูปค่าเฉลี่ย ± ค่าเบี่ยงเบนมาตรฐาน และเปรียบเทียบโดยใช้การวิเคราะห์ความแปรปรวนแบบผสมสองทาง (ภายในกลุ่ม) ร่วมกับการทดสอบ Bonferroni post hoc แต่ละเพศ n = 5/กลุ่ม
ข้อสรุปหลักของการศึกษาครั้งนี้คือ น้ำดื่มที่มี NaHS นั้นไม่เสถียร: ตรวจพบปริมาณซัลไฟด์ทั้งหมดเริ่มต้นได้เพียงประมาณหนึ่งในสี่เท่านั้น หลังจากเก็บตัวอย่างจากปลายขวดและภายในขวดน้ำของหนูทดลองเป็นเวลา 24 ชั่วโมง นอกจากนี้ หนูทดลองยังได้รับสาร NaHS ในความเข้มข้นที่ไม่เสถียรเนื่องจากการสูญเสีย H2S ในสารละลาย NaHS และการเติม NaHS ลงในน้ำดื่มไม่ได้ส่งผลกระทบต่อน้ำหนักตัว ระดับยูเรียและครีเอทีนโครเมียมในซีรั่ม หรือปริมาณซัลไฟด์ทั้งหมดในซีรั่ม
ในการศึกษานี้ อัตราการสูญเสีย H2S จากสารละลาย NaHS ความเข้มข้น 30 μM ที่เตรียมในน้ำดื่มอยู่ที่ประมาณ 3% ต่อชั่วโมง ในสารละลายบัฟเฟอร์ (โซเดียมซัลไฟด์ 100 μM ใน PBS 10 mM, pH 7.4) มีรายงานว่าความเข้มข้นของซัลไฟด์ลดลง 7% เมื่อเวลาผ่านไป 8 ชั่วโมง11 ก่อนหน้านี้เราได้ปกป้องการให้ NaHS ทางช่องท้องโดยรายงานว่าอัตราการสูญเสียซัลไฟด์จากสารละลาย NaHS ความเข้มข้น 54 μM ในน้ำดื่มอยู่ที่ประมาณ 2.3% ต่อชั่วโมง (4%/ชั่วโมงใน 12 ชั่วโมงแรกและ 1.4%/ชั่วโมงใน 12 ชั่วโมงสุดท้ายหลังการเตรียม)8 การศึกษาในอดีต43 พบว่ามีการสูญเสีย H2S อย่างต่อเนื่องจากสารละลาย NaHS ซึ่งส่วนใหญ่เกิดจากการระเหยและการออกซิเดชัน แม้ว่าจะไม่มีการเติมฟองอากาศ ซัลไฟด์ในสารละลายตั้งต้นก็สูญเสียไปอย่างรวดเร็วเนื่องจากการระเหยของ H2S11 จากการศึกษาพบว่าในระหว่างกระบวนการเจือจางซึ่งใช้เวลาประมาณ 30–60 วินาที ก๊าซ H2S ประมาณ 5–10% จะสูญเสียไปเนื่องจากการระเหย6 เพื่อป้องกันการระเหยของ H2S จากสารละลาย นักวิจัยได้ใช้มาตรการหลายอย่าง รวมถึงการคนสารละลายเบาๆ12 การคลุมสารละลายตั้งต้นด้วยฟิล์มพลาสติก6 และการลดการสัมผัสของสารละลายกับอากาศให้น้อยที่สุด เนื่องจากอัตราการระเหยของ H2S ขึ้นอยู่กับส่วนต่อประสานระหว่างอากาศกับของเหลว13 การออกซิเดชันของ H2S เกิดขึ้นเองตามธรรมชาติส่วนใหญ่เกิดจากไอออนของโลหะทรานซิชัน โดยเฉพาะเหล็กเฟอร์ริก ซึ่งเป็นสิ่งเจือปนในน้ำ13 การออกซิเดชันของ H2S ส่งผลให้เกิดการก่อตัวของโพลีซัลไฟด์ (อะตอมของกำมะถันที่เชื่อมต่อกันด้วยพันธะโควาเลนต์)11 เพื่อหลีกเลี่ยงการออกซิเดชัน สารละลายที่มี H2S จะถูกเตรียมในตัวทำละลายที่ปราศจากออกซิเจน44,45 จากนั้นจึงไล่ออกซิเจนออกด้วยอาร์กอนหรือไนโตรเจนเป็นเวลา 20–30 นาทีเพื่อให้แน่ใจว่าปราศจากออกซิเจน11,12,37,44,45,46 กรดไดเอทิลีนไตรเอมีนเพนตาอะซิติก (DTPA) เป็นสารคีเลตโลหะ (10–4 M) ที่ป้องกันการออกซิเดชันของ HS- ในสารละลายที่มีออกซิเจน ในกรณีที่ไม่มี DTPA อัตราการออกซิเดชันของ HS- จะอยู่ที่ประมาณ 50% ในเวลาประมาณ 3 ชั่วโมงที่ 25°C37,47 นอกจากนี้ เนื่องจากปฏิกิริยาออกซิเดชันของ 1e-ซัลไฟด์ถูกเร่งปฏิกิริยาโดยแสงอัลตราไวโอเลต สารละลายจึงควรเก็บไว้ในน้ำแข็งและป้องกันจากแสง11
ดังแสดงในรูปที่ 5 NaHS จะแตกตัวเป็น Na+ และ HS-6 เมื่อละลายในน้ำ การแตกตัวนี้ถูกกำหนดโดยค่า pK1 ของปฏิกิริยา ซึ่งขึ้นอยู่กับอุณหภูมิ: pK1 = 3.122 + 1132/T โดยที่ T มีค่าตั้งแต่ 5 ถึง 30°C และวัดเป็นองศาเคลวิน (K) K = °C + 273.1548 HS- มีค่า pK2 สูง (pK2 = 19) ดังนั้นที่ pH < 96.49 จะไม่เกิด S2- หรือเกิดในปริมาณน้อยมาก ในทางตรงกันข้าม HS- ทำหน้าที่เป็นเบสและรับ H+ จากโมเลกุล H2O และ H2O ทำหน้าที่เป็นกรดและถูกเปลี่ยนเป็น H2S และ OH-
การเกิดก๊าซ H2S ที่ละลายในสารละลาย NaHS (30 µM) aq, สารละลายในน้ำ; g, ก๊าซ; l, ของเหลว การคำนวณทั้งหมดใช้สมมติฐานว่า pH ของน้ำเท่ากับ 7.0 และอุณหภูมิของน้ำเท่ากับ 20 °C สร้างด้วย BioRender.com
แม้จะมีหลักฐานว่าสารละลาย NaHS ไม่เสถียร แต่การศึกษาในสัตว์หลายครั้งได้ใช้สารละลาย NaHS ในน้ำดื่มเป็นสารให้ H2S15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 โดยมีระยะเวลาการทดลองตั้งแต่ 1 ถึง 21 สัปดาห์ (ตารางที่ 2) ในระหว่างการศึกษาเหล่านี้ สารละลาย NaHS จะถูกเปลี่ยนใหม่ทุกๆ 12, 15, 17, 18, 24, 25 ชั่วโมง หรือ 24, 19, 20, 21, 22, 23 ชั่วโมง ผลการศึกษาของเราแสดงให้เห็นว่าหนูทดลองได้รับยาในความเข้มข้นที่ไม่เสถียรเนื่องจากการสูญเสีย H2S จากสารละลาย NaHS และปริมาณ NaHS ในน้ำดื่มของหนูทดลองผันผวนอย่างมีนัยสำคัญในช่วง 12 หรือ 24 ชั่วโมง (ดูรูปที่ 2) งานวิจัยสองชิ้นนี้รายงานว่าระดับ H2S ในน้ำยังคงมีเสถียรภาพตลอด 24 ชั่วโมง22 หรือพบการสูญเสีย H2S เพียง 2–3% ในช่วง 12 ชั่วโมง15 แต่ไม่ได้ให้ข้อมูลสนับสนุนหรือรายละเอียดการวัด งานวิจัยสองชิ้นแสดงให้เห็นว่าขวดน้ำดื่มที่มีเส้นผ่านศูนย์กลางเล็กสามารถลดการระเหยของ H2S ได้15,19 อย่างไรก็ตาม ผลการศึกษาของเราแสดงให้เห็นว่าวิธีนี้อาจช่วยชะลอการสูญเสีย H2S จากขวดน้ำได้เพียง 2 ชั่วโมงเท่านั้น ไม่ใช่ 12–24 ชั่วโมง งานวิจัยทั้งสองชิ้นระบุว่าเราสันนิษฐานว่าระดับ NaHS ในน้ำดื่มไม่เปลี่ยนแปลงเนื่องจากเราไม่พบการเปลี่ยนแปลงสีของน้ำ ดังนั้นการออกซิเดชันของ H2S โดยอากาศจึงไม่สำคัญ19,20 ที่น่าประหลาดใจคือ วิธีการแบบอัตวิสัยนี้ประเมินความเสถียรของ NaHS ในน้ำแทนที่จะวัดการเปลี่ยนแปลงความเข้มข้นเมื่อเวลาผ่านไป
การสูญเสีย H2S ในสารละลาย NaHS เกี่ยวข้องกับค่า pH และอุณหภูมิ ดังที่ได้กล่าวไว้ในการศึกษาของเรา การละลาย NaHS ในน้ำส่งผลให้เกิดสารละลายด่าง50 เมื่อ NaHS ละลายในน้ำ การเกิดก๊าซ H2S ที่ละลายจะขึ้นอยู่กับค่า pH6 ยิ่งค่า pH ของสารละลายต่ำเท่าใด สัดส่วนของ NaHS ที่อยู่ในรูปโมเลกุลก๊าซ H2S ก็จะยิ่งมากขึ้น และซัลไฟด์ก็จะสูญเสียไปจากสารละลายในน้ำมากขึ้นเท่านั้น11 ไม่มีงานวิจัยใดรายงานค่า pH ของน้ำดื่มที่ใช้เป็นตัวทำละลายสำหรับ NaHS ตามคำแนะนำขององค์การอนามัยโลก ซึ่งประเทศส่วนใหญ่นำมาใช้ ค่า pH ของน้ำดื่มควรอยู่ในช่วง 6.5–8.551 ในช่วงค่า pH นี้ อัตราการเกิดออกซิเดชันโดยธรรมชาติของ H2S จะเพิ่มขึ้นประมาณสิบเท่า13 การละลาย NaHS ในน้ำในช่วงค่า pH นี้จะส่งผลให้ความเข้มข้นของก๊าซ H2S ที่ละลายอยู่ที่ 1 ถึง 22.5 μM ซึ่งเน้นย้ำถึงความสำคัญของการตรวจสอบค่า pH ของน้ำก่อนละลาย NaHS นอกจากนี้ ช่วงอุณหภูมิที่รายงานในงานวิจัยข้างต้น (18–26 °C) จะส่งผลให้ความเข้มข้นของก๊าซ H2S ที่ละลายในสารละลายเปลี่ยนแปลงไปประมาณ 10% เนื่องจากอุณหภูมิที่เปลี่ยนแปลงจะส่งผลต่อค่า pK1 และการเปลี่ยนแปลงเล็กน้อยของค่า pK1 อาจส่งผลกระทบอย่างมากต่อความเข้มข้นของก๊าซ H2S ที่ละลายอยู่48 ยิ่งไปกว่านั้น ระยะเวลาที่ยาวนานของงานวิจัยบางชิ้น (5 เดือน)22 ซึ่งคาดว่าจะมีความผันแปรของอุณหภูมิมาก ก็ยิ่งทำให้ปัญหานี้รุนแรงขึ้น
งานวิจัยทั้งหมด ยกเว้นงานวิจัยหนึ่งชิ้น21 ใช้สารละลาย NaHS ความเข้มข้น 30 μM ในน้ำดื่ม เพื่ออธิบายปริมาณที่ใช้ (เช่น 30 μM) ผู้เขียนบางท่านชี้ให้เห็นว่า NaHS ในเฟสของเหลวจะผลิตก๊าซ H2S ที่มีความเข้มข้นเท่ากัน และช่วงความเข้มข้นของ H2S ในร่างกายอยู่ที่ 10 ถึง 100 μM ดังนั้นปริมาณนี้จึงอยู่ในช่วงความเข้มข้นในร่างกาย15,16 ส่วนงานวิจัยอื่นๆ อธิบายว่า NaHS ความเข้มข้น 30 μM สามารถรักษาระดับ H2S ในพลาสมาให้อยู่ในช่วงความเข้มข้นในร่างกายได้ คือ 5–300 μM19,20 เราพิจารณาความเข้มข้นของ NaHS ในน้ำที่ 30 μM (pH = 7.0, T = 20 °C) ซึ่งใช้ในงานวิจัยบางชิ้นเพื่อศึกษาผลกระทบของ H2S เราสามารถคำนวณได้ว่าความเข้มข้นของก๊าซ H2S ที่ละลายอยู่คือ 14.7 μM ซึ่งคิดเป็นประมาณ 50% ของความเข้มข้นของ NaHS เริ่มต้น ค่านี้คล้ายคลึงกับค่าที่คำนวณโดยผู้เขียนคนอื่นภายใต้เงื่อนไขเดียวกัน13,48
ในการศึกษาของเรา การให้ NaHS ไม่ได้ทำให้น้ำหนักตัวเปลี่ยนแปลง ผลลัพธ์นี้สอดคล้องกับผลการศึกษาอื่นๆ ในหนูตัวผู้22,23 และหนูแรทตัวผู้18 อย่างไรก็ตาม มีการศึกษา 2 ชิ้นที่รายงานว่า NaSH ช่วยฟื้นฟูน้ำหนักตัวที่ลดลงในหนูแรทที่ถูกตัดไต24,26 ในขณะที่การศึกษาอื่นๆ ไม่ได้รายงานผลของการให้ NaSH ต่อน้ำหนักตัว15,16,17,19,20,21,25 ยิ่งไปกว่านั้น ในการศึกษาของเรา การให้ NaSH ไม่มีผลต่อระดับยูเรียและครีเอทีนโครเมียมในซีรั่ม ซึ่งสอดคล้องกับผลรายงานอีกฉบับหนึ่ง25
การศึกษาพบว่าการเติม NaHS ลงในน้ำดื่มเป็นเวลา 2 สัปดาห์ไม่มีผลต่อความเข้มข้นของซัลไฟด์ในซีรั่มโดยรวมในหนูตัวผู้และตัวเมีย ผลการค้นหานี้สอดคล้องกับผลการศึกษาของ Sen et al. (16): การรักษาด้วย NaHS 30 μM ในน้ำดื่มเป็นเวลา 8 สัปดาห์ไม่มีผลต่อระดับซัลไฟด์ในพลาสมาของหนูควบคุม อย่างไรก็ตาม พวกเขารายงานว่าการแทรกแซงนี้ช่วยฟื้นฟูระดับ H2S ที่ลดลงในพลาสมาของหนูที่ถูกตัดไต Li et al. (22) ยังรายงานด้วยว่าการรักษาด้วย NaHS 30 μM ในน้ำดื่มเป็นเวลา 5 เดือนทำให้ระดับซัลไฟด์อิสระในพลาสมาของหนูสูงอายุเพิ่มขึ้นประมาณ 26% การศึกษาอื่นๆ ไม่ได้รายงานการเปลี่ยนแปลงของซัลไฟด์ที่หมุนเวียนหลังจากเติม NaHS ลงในน้ำดื่ม
งานวิจัยเจ็ดชิ้นรายงานการใช้ Sigma NaHS15,16,19,20,21,22,23 แต่ไม่ได้ให้รายละเอียดเพิ่มเติมเกี่ยวกับน้ำที่อยู่ในโมเลกุล และงานวิจัยห้าชิ้นไม่ได้กล่าวถึงแหล่งที่มาของ NaHS ที่ใช้ในวิธีการเตรียม17,18,24,25,26 NaHS เป็นโมเลกุลที่มีน้ำเป็นองค์ประกอบ และปริมาณน้ำที่อยู่ในโมเลกุลนั้นสามารถเปลี่ยนแปลงได้ ซึ่งส่งผลต่อปริมาณ NaHS ที่จำเป็นในการเตรียมสารละลายที่มีความเข้มข้นโมลาร์ที่กำหนด ตัวอย่างเช่น ปริมาณ NaHS ในงานวิจัยของเราคือ NaHS•1.3 H2O ดังนั้น ความเข้มข้นของ NaHS ที่แท้จริงในงานวิจัยเหล่านี้อาจต่ำกว่าที่รายงานไว้
“สารประกอบที่มีอายุสั้นเช่นนี้จะมีผลยาวนานได้อย่างไร?” Pozgay และคณะ21 ตั้งคำถามนี้เมื่อประเมินผลของ NaHS ต่ออาการลำไส้อักเสบในหนู พวกเขาหวังว่าการศึกษาในอนาคตจะสามารถตอบคำถามนี้ได้ และคาดการณ์ว่าสารละลาย NaHS อาจมีโพลีซัลไฟด์ที่เสถียรมากกว่า H2S และไดซัลไฟด์ที่ทำหน้าที่เป็นตัวกลางในการออกฤทธิ์ของ NaHS21 อีกความเป็นไปได้หนึ่งคือ ความเข้มข้นต่ำมากของ NaHS ที่ยังคงอยู่ในสารละลายอาจมีผลดีเช่นกัน ในความเป็นจริง Olson และคณะได้ให้หลักฐานว่าระดับ H2S ในเลือดในระดับไมโครโมลาร์นั้นไม่เป็นไปตามสรีรวิทยา และควรอยู่ในช่วงนาโนโมลาร์หรือไม่มีเลย13 H2S อาจออกฤทธิ์ผ่านการซัลเฟตของโปรตีน ซึ่งเป็นการดัดแปลงหลังการแปลรหัสแบบย้อนกลับได้ ซึ่งส่งผลต่อการทำงาน ความเสถียร และตำแหน่งของโปรตีนหลายชนิด52,53,54 ในความเป็นจริง ภายใต้สภาวะทางสรีรวิทยา โปรตีนในตับประมาณ 10% ถึง 25% จะถูกซัลฟิเลต53 ทั้งสองการศึกษาต่างยอมรับการทำลาย NaHS อย่างรวดเร็ว19,23 แต่ที่น่าประหลาดใจคือระบุว่า “เราควบคุมความเข้มข้นของ NaHS ในน้ำดื่มโดยการเปลี่ยนน้ำทุกวัน”23 การศึกษาหนึ่งระบุโดยไม่ได้ตั้งใจว่า “NaHS เป็นตัวให้ H2S มาตรฐานและมักใช้ในทางคลินิกเพื่อทดแทน H2S เอง”18
การอภิปรายข้างต้นแสดงให้เห็นว่า NaHS สูญเสียไปจากสารละลายผ่านการระเหย การออกซิเดชัน และการสลายตัวด้วยแสง ดังนั้นจึงมีข้อเสนอแนะบางประการเพื่อลดการสูญเสีย H2S จากสารละลาย ประการแรก การระเหยของ H2S ขึ้นอยู่กับส่วนต่อประสานระหว่างแก๊สและของเหลว13 และค่า pH ของสารละลาย11 ดังนั้น เพื่อลดการสูญเสียจากการระเหยให้น้อยที่สุด ควรทำคอขวดน้ำให้เล็กที่สุดเท่าที่จะเป็นไปได้ตามที่ได้อธิบายไว้ก่อนหน้านี้15,19 และสามารถปรับค่า pH ของน้ำให้อยู่ในขีดจำกัดบนที่ยอมรับได้ (เช่น 6.5–8.551) เพื่อลดการสูญเสียจากการระเหยให้น้อยที่สุด11 ประการที่สอง การออกซิเดชันของ H2S เกิดขึ้นเองเนื่องจากผลกระทบของออกซิเจนและการมีอยู่ของไอออนโลหะทรานซิชันในน้ำดื่ม13 ดังนั้น การกำจัดออกซิเจนออกจากน้ำดื่มด้วยอาร์กอนหรือไนโตรเจน44,45 และการใช้สารคีเลตโลหะ37,47 สามารถลดการออกซิเดชันของซัลไฟด์ได้ ประการที่สาม เพื่อป้องกันการสลายตัวของ H2S จากแสง ขวดน้ำสามารถห่อด้วยฟอยล์อลูมิเนียมได้ วิธีนี้ยังใช้ได้กับวัสดุที่ไวต่อแสง เช่น สเตรปโตโซซิน55 สุดท้าย เกลือซัลไฟด์อนินทรีย์ (NaHS, Na2S และ CaS) สามารถให้โดยการป้อนทางปากแทนการละลายในน้ำดื่มดังที่เคยรายงานไว้ก่อนหน้านี้56,57,58 การศึกษาแสดงให้เห็นว่าโซเดียมซัลไฟด์กัมมันตรังสีที่ให้โดยการป้อนทางปากแก่หนูนั้นดูดซึมและกระจายไปยังเนื้อเยื่อเกือบทั้งหมดได้ดี59 จนถึงปัจจุบัน การศึกษาส่วนใหญ่ให้เกลือซัลไฟด์อนินทรีย์ทางช่องท้อง อย่างไรก็ตาม วิธีนี้ไม่ค่อยได้ใช้ในทางคลินิก60 ในทางกลับกัน การให้ทางปากเป็นวิธีการให้ยาที่พบบ่อยที่สุดและเป็นที่นิยมในมนุษย์61 ดังนั้น เราขอแนะนำให้ประเมินผลของสารให้ H2S ในสัตว์ฟันแทะโดยการป้อนทางปาก
ข้อจำกัดประการหนึ่งคือ เราวัดซัลไฟด์ในสารละลายในน้ำและซีรั่มโดยใช้วิธี MB วิธีการวัดซัลไฟด์ ได้แก่ การไทเทรตด้วยไอโอดีน สเปกโทรโฟโตเมตรี วิธีทางเคมีไฟฟ้า (โพเทนชิโอเมตรี แอมเพอโรเมตรี วิธีคูลอมเมตริก และวิธีแอมเพอโรเมตริก) และโครมาโทกราฟี (แก๊สโครมาโทกราฟีและโครมาโทกราฟีของเหลวประสิทธิภาพสูง) ซึ่งวิธีที่ใช้กันทั่วไปมากที่สุดคือวิธีสเปกโทรโฟโตเมตรี MB62 ข้อจำกัดของวิธี MB ในการวัด H2S ในตัวอย่างทางชีวภาพคือ มันวัดสารประกอบที่มีกำมะถันทั้งหมด ไม่ใช่ H2S อิสระ63 เนื่องจากดำเนินการภายใต้สภาวะที่เป็นกรด ซึ่งส่งผลให้มีการสกัดกำมะถันออกจากแหล่งชีวภาพ64 อย่างไรก็ตาม ตามที่สมาคมสาธารณสุขแห่งอเมริการะบุ วิธี MB เป็นวิธีมาตรฐานในการวัดซัลไฟด์ในน้ำ65 ดังนั้น ข้อจำกัดนี้จึงไม่ส่งผลกระทบต่อผลลัพธ์หลักของเราเกี่ยวกับความไม่เสถียรของสารละลายที่มี NaHS นอกจากนี้ ในการศึกษาของเรา อัตราการฟื้นตัวของการวัดซัลไฟด์ในตัวอย่างน้ำและซีรั่มที่มี NaHS อยู่ที่ 91% และ 93% ตามลำดับ ค่าเหล่านี้สอดคล้องกับช่วงที่รายงานไว้ก่อนหน้านี้ (77–92)66 ซึ่งบ่งชี้ถึงความแม่นยำในการวิเคราะห์ที่ยอมรับได้42 เป็นที่น่าสังเกตว่าเราใช้หนูทั้งเพศผู้และเพศเมียตามแนวทางของสถาบันสุขภาพแห่งชาติ (NIH) เพื่อหลีกเลี่ยงการพึ่งพาการศึกษาในสัตว์ทดลองเฉพาะเพศผู้มากเกินไปในการศึกษาทางคลินิกก่อนการทดลอง67 และเพื่อรวมหนูทั้งเพศผู้และเพศเมียทุกครั้งที่เป็นไปได้68 ประเด็นนี้ได้รับการเน้นย้ำโดยผู้อื่น69,70,71
โดยสรุป ผลการศึกษาชี้ให้เห็นว่า สารละลาย NaHS ที่เตรียมจากน้ำดื่มไม่สามารถนำมาใช้สร้าง H2S ได้เนื่องจากความไม่เสถียร วิธีการให้สารนี้จะทำให้สัตว์ทดลองได้รับ NaHS ในระดับที่ไม่เสถียรและต่ำกว่าที่คาดไว้ ดังนั้น ผลการศึกษาจึงอาจไม่สามารถนำไปใช้กับมนุษย์ได้
ชุดข้อมูลที่ใช้และ/หรือวิเคราะห์ในการศึกษาครั้งนี้ สามารถขอรับได้จากผู้เขียนที่เกี่ยวข้องเมื่อมีการร้องขออย่างสมเหตุสมผล
Szabo, K. ลำดับเวลาของการวิจัยไฮโดรเจนซัลไฟด์ (H2S): จากสารพิษในสิ่งแวดล้อมสู่ตัวกลางทางชีวภาพ ชีวเคมีและเภสัชวิทยา 149, 5–19. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2017.09.010 (2018)
Abe, K. และ Kimura, H. บทบาทที่เป็นไปได้ของไฮโดรเจนซัลไฟด์ในฐานะสารปรับแต่งระบบประสาทภายในร่างกาย วารสารประสาทวิทยาศาสตร์, 16, 1066–1071. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.16-03-01066.1996 (1996).
Chirino, G., Szabo, C. และ Papapetropoulos, A. บทบาททางสรีรวิทยาของไฮโดรเจนซัลไฟด์ในเซลล์ เนื้อเยื่อ และอวัยวะของสัตว์เลี้ยงลูกด้วยนม Reviews in Physiology and Molecular Biology 103, 31–276. https://doi.org/10.1152/physrev.00028.2021 (2023).
Dillon, KM, Carrazzone, RJ, Matson, JB และ Kashfi, K. ศักยภาพที่กำลังพัฒนาของระบบนำส่งไนตริกออกไซด์และไฮโดรเจนซัลไฟด์เข้าสู่เซลล์: ยุคใหม่ของการแพทย์เฉพาะบุคคล Biochemistry and Pharmacology 176, 113931. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2020.113931 (2020)
Sun, X. และคณะ การให้สารให้ไฮโดรเจนซัลไฟด์แบบปลดปล่อยช้าในระยะยาวสามารถป้องกันการบาดเจ็บจากการขาดเลือด/การกลับมาไหลเวียนของเลือดในกล้ามเนื้อหัวใจได้ รายงานทางวิทยาศาสตร์ 7, 3541. https://doi.org/10.1038/s41598-017-03941-0 (2017)
Sitdikova, GF, Fuchs, R., Kainz, W., Weiger, TM และ Hermann, A. การฟอสโฟรีเลชันของช่อง BK ควบคุมความไวต่อไฮโดรเจนซัลไฟด์ (H2S) Frontiers in Physiology 5, 431. https://doi.org/10.3389/fphys.2014.00431 (2014)
Sitdikova, GF, Weiger, TM และ Hermann, A. ไฮโดรเจนซัลไฟด์ช่วยเพิ่มกิจกรรมของช่องโพแทสเซียมที่กระตุ้นด้วยแคลเซียม (BK) ในเซลล์เนื้องอกต่อมใต้สมองของหนู Archit. Pfluegers. 459, 389–397. https://doi.org/10.1007/s00424-009-0737-0 (2010)
Jeddy, S. และคณะ ไฮโดรเจนซัลไฟด์ช่วยเสริมฤทธิ์การป้องกันของไนไตรต์ต่อการบาดเจ็บจากการขาดเลือดและฟื้นฟูการไหลเวียนโลหิตของกล้ามเนื้อหัวใจในหนูเบาหวานชนิดที่ 2 Nitric Oxide 124, 15–23. https://doi.org/10.1016/j.niox.2022.04.004 (2022)
Corvino, A. และคณะ แนวโน้มในเคมีของสารให้ H2S และผลกระทบต่อโรคหัวใจและหลอดเลือด สารต้านอนุมูลอิสระ 10, 429. https://doi.org/10.3390/antiox10030429 (2021)
DeLeon, ER, Stoy, GF และ Olson, KR (2012). การสูญเสียไฮโดรเจนซัลไฟด์แบบพาสซีฟในการทดลองทางชีววิทยา Analytical Biochemistry 421, 203–207. https://doi.org/10.1016/j.ab.2011.10.016 (2012).
Nagy, P. และคณะ แง่มุมทางเคมีของการวัดไฮโดรเจนซัลไฟด์ในตัวอย่างทางสรีรวิทยา Biochimica et Biophysical Acta 1840, 876–891. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2013.05.037 (2014)
Kline, LL.D. การหาปริมาณไฮโดรเจนซัลไฟด์ในน้ำธรรมชาติด้วยวิธีสเปกโทรโฟโตเมตรี Limnol. Oceanogr. 14, 454–458. https://doi.org/10.4319/lo.1969.14.3.0454 (1969)
Olson, KR (2012). การฝึกอบรมเชิงปฏิบัติในเคมีและชีววิทยาของไฮโดรเจนซัลไฟด์ “สารต้านอนุมูลอิสระ” Redox Signaling. 17, 32–44. https://doi.org/10.1089/ars.2011.4401 (2012).